«ХИМИКО-ТОКСИКОЛОГИЧЕСКОЕ ИССЛЕДОВАНИЕ НИМЕСУЛИДА И БЛИЗКИХ ПО СТРУКТУРЕ СОЕДИНЕНИЙ ...»

Очистка извлечений методом нормальнофазовой жидкостной колоночной хроматографии низкого давления. Полученный остаток в чашке после экстракционной очистки растворяли в 2-3 мл ацетона и присыпали к полученному раствору 1,5 г силикагеля L 40/100 мкм. Дальнейшие операции проводили по схеме, указанной в п. 4.3.4. В качестве элюента для 4нитроанилина, 4-Н-2-ФА и нимесулида использовали смесь гексан-ацетон (8:2), для 4-А-2-ФФМСА, 4-МСА-3-ФФА и 4-Г-2-ФФМСА – гексан-ацетон (6:4).

Фракции элюата, содержащие анализируемые вещества (п. 4.2.3 настоящей диссертации), объединяли, элюент упаривали в токе воздуха при комнатной температуре до сухого остатка. Остаток растворяли в 10 мл ацетона – «исходный раствор».

Идентификация методом ТСХ. 2,0 мл исходного раствора количественно наносили полосой на линию старта пластины «Сорбфил» с УФ-индикатором и хроматографировали в элюенте толуол-ацетонитрил (7:3) по схеме, указанной в п. 2.7.1. Пятна анализируемых веществ идентифицировали по значениям абсолютной (Rf) и относительной (Rs 4-нитроанилина) подвижности, совпадающими со значениями наносимого на пластину стандарта.

Идентификация и количественное определение методом электронной хроматографирования в п. «Идентификация методом ТСХ» вырезали из хроматограмм и элюировали 5 мл ДМФА (4-нитроанилин, 4-Н-2-ФА и нимесулид) или 5 мл этанола (4-А-2-ФФМСА, 4-МСА-3-ФФА и 4-Г-2-ФФМСА).

Исследовали светопоглощение элюата по схеме, указанной в п. 2.6.2, при необходимости элюат разбавляли. Идентификацию проводили по совпадению формы спектра и точек экстремумов с таковыми стандарта.

Оптическую плотность полученных растворов измеряли на фоне контрольных при длинах волн 384,9 нм (4-нитроанилин), 390,3 нм (4-Н-2-ФА), 439,4 нм (нимесулид), 249,7 нм (4-А-2-ФФМСА), 254,3 нм (4-МСА-3-ФФА) и 241,5 нм (4-Г-2-ФФМСА) на спектрофотометре СФ-2000 в кюветах с длиной оптического пути 10 мм. Количество анализируемого вещества определяли по калибровочным графикам, представленным в п. 3.1.1-3.1.2. Затем определяли процент изолирования вещества из биологического материала, учитывая анализируемое количество исходного раствора. Результаты определения нимесулида и близких по структуре соединений в ткани трупной печени, крови, плазме крови и моче представлены в таблицах 33-38 (приложение).

Идентификация методом хромато-масс-спектрометрии. 0,5 мл исходного раствора упаривали в выпарительной чашке в токе воздуха при комнатной температуре до сухого остатка. Сухой остаток растворяли в 100 мкл метанола. Дальнейший анализ проводили согласно схеме п. 2.7.5, при необходимости увеличивали деление потока на хроматографе. Идентификацию нимесулида и близких по структуре соединений проводили по временам удерживания хроматографических пиков, совпадающим с временами удерживания стандартных веществ. А также по характерным значениям m/Z осколков молекулы для каждого из соединений, совпадающим со значениями m/Z веществ-стандартов или по совпадению значений на спектре в базе данных.

Идентификация и количественное определение методом ВЭЖХ. 0,5 мл исходного раствора упаривали досуха при комнатной температуре. Сухой остаток растворяли в 3,5 мл ацетонитрила, переносили в мерную колбу на 10 мл и доводили до метки 20 мМ буферным раствором KH2PO4 с рН 3,05.

Хроматографирование полученных растворов проводили в градиентном режиме согласно п. 3.3 настоящей диссертации.

Анализируемые соединения идентифицировали по временам удерживания хроматографических пиков, совпадающим с временами удерживания стандартных веществ. Количественное определение проводили по площадям пиков, используя уравнения калибровочных графиков, представленных в п. 3.3.

Затем определяли процент изолирования вещества из биологического материала, учитывая анализируемое количество исходного раствора.

Результаты количественного определения нимесулида и близких по структуре соединений в ткани трупной печени, крови, плазме крови и моче представлены в таблицах 33-38 (приложение).

Результаты исследования минимальных количеств (установление определяемого минимума) анализируемых веществ показали, что при использовании схемы очистки комбинацией жидкость-жидкостной экстракции и макроколоночной нормальнофазовой хроматографии возможно определить 4нитроанилина – 32 мкг, 24 мкг, 16 мкг, 12 мкг; нимесулида – 4 мкг, 3,2 мкг, 2, мкг, 1,6 мкг; 4-Н-2-ФА – 40 мкг, 32 мкг, 24 мкг, 20 мкг; 4-А-2-ФФМСА – 60 мкг, 48 мкг, 32 мкг, 16 мкг; 4-МСА-3-ФФА – 24 мкг, 20 мкг, 12 мкг, 4 мкг и 4-Г-2ФФМСА – 120 мкг, 80 мкг, 60 мкг, 32 мкг в 100 г трупной печени, крови, плазме крови и моче соответственно.

5.3.2 Определение с использованием очистки комбинацией жидкостьжидкостной экстракции и макроколоночной обращеннофазовой Очистка извлечений. Очистка методом жидкость-жидкостной экстракции описана в п. 5.3.1.

Очистка методом обращеннофазовой жидкостной колоночной хроматографии низкого давления. Полученный остаток в чашке после экстракционной очистки растворяли в 2-3 мл ацетона и присыпали к полученному раствору 1,0 г сорбента Silasorb C18 30 мкм. Дальнейшие операции проводили по схеме, указанной в п.4.3.5. В качестве элюента для 4нитроанилина использовали смесь вода-ацетон (9,5:0,5), для 4-Г-2-ФФМСА и 4МСА-3-ФФА – вода-ацетон (8,5:1,5), для 4-А-2-ФФМСА – вода-ацетон (8:2), для 4-Н-2-ФА – вода-ацетон (5:5), для нимесулида – вода-ацетон (5,5:4,5). Фракции элюата, содержащие анализируемые вещества (п. 4.2.4 настоящей диссертации), объединяли, элюент упаривали в токе воздуха при комнатной температуре до сухого остатка. Остаток растворяли в 10 мл ацетона – «исходный раствор».

Идентификация методом ТСХ. 2,0 мл исходного раствора количественно наносили полосой на линию старта пластины «Сорбфил» с УФ-индикатором (модель привитой алкильной фазы С 14-С15) и хроматографировали в элюенте метанол-буферный раствор с рН 8,95 (4:7) по схеме, указанной в п. 2.7.2. Пятна анализируемых веществ идентифицировали по значениям абсолютной (Rf) и относительной (Rs 4-нитроанилина) подвижности, совпадающими со значениями наносимого на пластину стандарта.

Идентификация и количественное определение методом электронной спектрофотометрии. Анализ проводили по схеме, указанной в п. 5.3. «Идентификация спектрофотометрии». Идентификацию проводили по совпадению формы спектра и точек экстремумов с таковыми стандарта.

Количество анализируемого вещества определяли по калибровочным графикам, указанным в п. 3.1.1-3.1.2. Затем определяли процент изолирования вещества из биологического материала, учитывая анализируемое количество исходного раствора. Результаты определения нимесулида и близких по структуре соединений в ткани трупной печени, крови, плазме крови и моче представлены в таблицах 39-44 (приложение).

Идентификация и количественное определение методом ВЭЖХ. При исследовании 4-нитроанилина, 4-Н-2-ФА и нимесулида к 0,5 мл исходного раствора в мерной колбе на 10 мл добавляли 1,0 мл ацетона, 3,5 мл гексана, 3, мл тетрахлорметана и доводили до метки смесью гексан-ацетон-тетрахлорметан (7:3:7).

При исследовании 4-А-2-ФФМСА, 4-МСА-3-ФФА и 4-Г-2-ФФМСА 0,5 мл исходного раствора переносили в выпарительную чашку, упаривали раствор до сухого остатка при комнатной температуре, сухой остаток растворяли в 3,0 мл диоксана, количественно переносили в мерную колбу на 10 мл. В колбу добавляли 3,0 мл тетрахлорметана, 3,0 мл гексана и доводили до метки смесью гексан-диоксан-тетрахлорметан (1:1:1).

Хроматографирование полученных растворов проводили в режиме согласно п. 3.2 настоящей диссертации.

Анализируемые соединения идентифицировали по временам удерживания хроматографических пиков, совпадающим с временами удерживания стандартных веществ. Количественное определение проводили по площадям пиков, используя уравнения калибровочных графиков, представленных в п. 3.2.

Затем определяли процент изолирования вещества из биологического материала, учитывая анализируемое количество исходного раствора. Результаты количественного определения нимесулида и близких по структуре соединений в ткани трупной печени, крови, плазме крови и моче представлены в таблицах 39приложение).

Идентификация методом ИК-спектрофотометрии. 4,0 мл исходного раствора вносили в агатовую ступку, добавляли некоторое количество калия бромида и тщательно истирали смесь до полного улетучивания ацетона.

Подготовленный таким образом калия бромид запрессовывали в диск и исследовали пропускание в интервале частот 4000-400 см-1 по схеме, описанной в п. 2.5.1. Нимесулид и близкие по структуре соединения идентифицировали по совпадению максимумов характеристических полос с образцом стандартного вещества.

Результаты исследования минимальных количеств (установление определяемого минимума) анализируемых веществ показали, что при использовании схемы очистки комбинацией жидкость-жидкостной экстракции и макроколоночной обращеннофазовой хроматографии возможно определить 4нитроанилина – 120 мкг, 100 мкг, 60 мкг, 40 мкг; нимесулида – 16 мкг, 12 мкг, мкг, 3,2 мкг; 4-Н-2-ФА – 160 мкг, 140 мкг, 80 мкг, 48 мкг; 4-А-2-ФФМСА – мкг, 140 мкг, 80 мкг, 40 мкг; 4-МСА-3-ФФА – 80 мкг, 64 мкг, 48 мкг, 32 мкг и 4Г-2-ФФМСА – 600 мкг, 480 мкг, 320 мкг, 160 мкг в 100 г трупной печени, крови, плазме крови и моче соответственно.

ГЛАВА 6 СОХРАНЯЕМОСТЬ В ТРУПНОМ МАТЕРИАЛЕ И

РАСПРЕДЕЛЕНИЕ В ОРГАНИЗМЕ ТЕПЛОКРОВНЫХ ЖИВОТНЫХ

ИССЛЕДУЕМЫХ СОЕДИНЕНИЙ

6.1 Распределение в организме теплокровных животных (крысы) Для выбора органов и биожидкостей – потенциальных объектов исследования при отравлении нимесулидом и близкими по структуре соединениями было изучено распределение данных веществ в организме теплокровных животных (крысы). В экспериментах были использованы мужские особи белых крыс линии Wistar.

Содержание и уход за экспериментальными животными проводили согласно руководству Guide for care and use of laboratory animals. ILAR publication, 1996, NationalAcademy Press. Температура воздуха в боксе содержания животных составляла 18-24 оС; относительная влажность – 30-70%;

автоматическая смена 12-ти часового светового периода (06.00-18.00 – день, 18.00-06.00 – ночь); проводилось 100% вентилирование комнаты со сменой воздуха (7-12 объемов/час). Животные находились в поликарбонатных клетках на подстиле из древесных опилок нехвойных пород. Клетки со стальными решетчатыми крышками и углублением для корма. В лаборатории проводился периодический анализ воды, подстилки и корма на микробиологическую контаминацию (результаты отрицательные). За сутки до начала эксперимента прекращали кормление животных и оставляли питьевую воду.

Изучение распределения каждого из анализируемых веществ проводили на опытной группе из 25 крыс (по пять особей в каждой из пяти групп), параллельно исследовали контрольную группу крыс из пять особей.

Моделировали пероральное отравление у каждой крысы исследуемым веществом.

6.1.1 Характер распределения нимесулида и его метаболитов При изучении распределения нимесулида и двух его метаболитов (4-А-2ФФМСА и 4-МСА-3-ФФА) мужским особям белых крыс линии Wistar (масса особи 150-265 г) вводили внутрижелудочно через зонд отравляющее вещество в виде водной суспензии (около 4 мл суспензии) в количестве 600 мг/кг (3,0 LD нимесулида), 1000 мг/кг 4-А-2-ФФМСА или 6000 мг/кг 4-МСА-3-ФФА.

Контрольной группе крыс вводили внутрижелудочно 4 мл дистиллированной воды. Через несколько часов после гибели трупы животных вскрывали, одинаковые органы и биожидкости, взятые из каждой группы объединяли и исследовали по ниже приведенной схеме. Исследовали следующие органы и биожидкости: желудок с содержимым, тонкий и толстый кишечник с содержимым, почки с надпочечниками, гонады с мочевым пузырем и мочеточниками, мышцы (бедренные), печень, легкие, селезенку, сердце, мозг, тимус, глаза и кровь.

Определенное количество мелкоизмельченной биологической ткани или биожидкости настаивали в течение 45 минут с двукратным по массе количеством ацетона, но не меньшим чем 4 мл, периодически перемешивая.

Жидкую часть сливали с твердого остатка и повторяли процесс настаивания с новой порцией ацетона. Извлечения после первого и второго настаивания объединяли и упаривали в выпарительной чашке в токе воздуха при комнатной температуре до сухого остатка. Остаток растворяли в 10-15 мл ацетона, фильтровали, промывали фильтр ацетоном, и снова упаривали до сухого остатка [46].

Очистка извлечений, идентификация и количественное определение нимесулида, 4-А-2-ФФМСА и 4-МСА-3-ФФА. Очистку извлечений, указанных соединений проводили по схеме указанной в п. 5.3.2 настоящей диссертации.

После хроматографирования с пластины ТСХ вырезали участки, соответствующие по площади и положению нимесулиду, 4-А-2-ФФМСА, 4МСА-3-ФФА и проводили идентификацию и количественное определение каждой пробы по отдельности согласно п. 5.3.2 настоящей диссертации (параллельно проводили эксперимент, используя в очистку только методом макроколоночной хроматографии без очистки экстракцией, при этом 4-А-2ФФМСА и 4-МСА-3-ФФА детектировали при длинах волн 298,4 и 287, соответственно).

Результаты изучения распределения нимесулида и двух его метаболитов (4-А-2-ФФМСА, 4-МСА-3-ФФА) представлены в таблицах 46-49 и 53- (приложение).

Как свидетельствуют полученные результаты, в течение нескольких часов после отравления нимесулидом в организме крыс он обнаруживается во всех органах и биожидкостях взятых на исследование. Метаболиты – 4-А-2-ФФМСА и 4-МСА-3-ФФА при этом не обнаруживаются.

При введении в организм крыс 4-А-2-ФФМСА в чистом виде, 4-МСА-3ФФА обнаруживается (в порядке убывания количества на 100 г биоматериала) в глазах, тонком кишечнике с содержимым, селезенке, почках с надпочечниками, сердце, печени, легких, гонадах с мочевым пузырем и мочеточниками.

Нимесулид и 4-А-2-ФФМСА после введения 4-МСА-3-ФФА в чистом виде во взятых органах и биожидкостях на исследование не обнаруживаются.

обнаруживаются во всех органах и биожидкостях взятых на исследование.

Наибольшие количества нимесулида найдены в желудке, тонком и толстом кишечнике с содержимым, печени, легких, крови, и почках с надпочечниками отравленных животных; 4-А-2-ФФМСА – в желудке, тонком и толстом кишечнике с содержимым, глазах, тимусе, гонадах с мочевым пузырем и мочеточниками, селезенке; 4-МСА-3-ФФА – в желудке с содержимым, селезенке, крови, почках с надпочечниками, сердце, тонком и толстом кишечнике с содержимым.

6.1.2 Характер распределения близких к нимесулиду структур Изучение распределения близких к нимесулиду структур проводили согласно схеме, описанной в п. 6.1.1. Мужским особям белых крыс линии Wistar (масса особи 150-250 г) вводили внутрижелудочно через зонд отравляющее вещество в виде водной суспензии (около 4 мл суспензии) в количестве мг/кг массы животного (1,0 LD100 4-нитроанилина) [38], 1200 мг/кг 4-Н-2-ФА или 600 мг/кг 4-Г-2-ФФМСА.

Изолирование из тканей трупных органов и биожидкостей, очистку извлечений, идентификацию и количественное определение 4нитроанилина, 4-Н-2-ФА или 4-Г-2-ФФМСА проводили по схеме описанной в п. 6.1.1.

Результаты количественного определения 4-нитроанилина, 4-Н-2-ФА или 4-Г-2-ФФМСА в органах и биожидкостях отравленных животных представлены в таблицах 45 и 50-52 (приложение).

Анализ полученных результатов показал, что при введении 4нитроанилина и 4-Г-2-ФФМСА данные соединения в неизменном виде обнаруживаются во всех органах и биожидкостях взятых на исследование.

4-Н-2-ФА не обнаруживается в глазах, печени, сердце и крови отравленных животных.

Наибольшие количества 4-нитроанилина найдены в желудке и тонком кишечнике с содержимым, крови, почках с надпочечниками, легких, сердце и тимусе отравленных животных; 4-Н-2-ФА – в желудке, тонком и толстом кишечнике с содержимым, тимусе и мозге; 4-Г-2-ФФМСА – в желудке, тонком и толстом кишечнике с содержимым, тимусе, селезенке, глазах и крови.

6.2 Сохраняемость анализируемых соединений в трупном материале биожидкостях трупа могут дать информацию для оценки сроков наступления смерти и интервала времени с момента гибели организма, в течение которого еще возможно проведение химико-токсикологического исследования.

Сохраняемость нимесулида и близких по структуре соединений изучали при пяти температурных режимах, моделируя комнатную и четыре средних температуры центральной России четырех времен года: 36 °С (жаркое лето), 17С (комнатная температура), 8 °С (холодная осень), 1,5-2 °С (холодная весна), -12 °С (зима).

вместимостью 1000 мл. Для этого в ряд склянок вносили по 500 г мелкоизмельченной трупной печени и прибавляли отравляющее вещество в количестве 100 мг на 100 г печени. Содержимое склянок тщательно перемешивали, склянки укупоривали полиэтиленовой пленкой под обвязку, в пленке иглой прокалывали два-три отверстия для исключения анаэробных условий сохранения. Параллельно готовили контрольные образцы мелкоизмельнной трупной печени не содержащие анализируемого вещества. По одному исследуемому и контрольному образцу помещали при каждом температурном режиме сохранения. В процессе сохранения образцы перемешивали через каждые 24 часа.

Анализ сохраняемых смесей проводили через 1,5 часа, на вторые или четвертые сутки после приготовления, и далее, увеличивая или уменьшая интервал времени между предыдущим анализом. Интервал подбирали, опираясь на результаты предыдуших анализов. При незначительном снижении количества исследуемого вещества в анализируемом образце интервал времени увеличивали до нескольких дней или недель, при значительном – интервал уменьшали.

Эксперимент завершали, когда анализируемое вещество не определялось в течение хотя бы двух последних анализов, либо в случае длительного сохранения, но не менее 240 дней. При каждом анализе параллельно исследовали контрольную пробу [90].

6.2.1 Сохраняемость нимесулида и продуктов его трансформации в трупном При каждом анализе из склянок с исследуемыми и контрольными образцами отбирали по 25 г трупного материала.

В сохраняемых образцах трупной печени с нимесулидом контролировали наличие 4-А-2-ФФМСА и 4-МСА-3-ФФА, при сохранении 4-А-2-ФФМСА контролировали наличие в образцах 4-МСА-3-ФФА и нимесулида, при приведенной схеме.

Изолирование. Образцы биоматериала настаивали по 45 минут с 50 г ацетона, периодически перемешивая. Жидкую часть сливали с твердого остатка и повторяли процесс настаивания с новой порцией ацетона. Извлечения после первого и второго настаивания объединяли и упаривали в выпарительной чашке в токе воздуха при комнатной температуре до сухого остатка. Остаток растворяли в 10-15 мл ацетона, фильтровали, промывали фильтр ацетоном, и снова упаривали до сухого остатка.

Очистка извлечений, идентификация и количественное определение методом спектрофотометрии нимесулида, 4-А-2-ФФМСА и 4-МСА-3-ФФА.

Очистку извлечений указанных соединений проводили по схеме указанной в п.

5.3.1 настоящей диссертации.

соответствующие по площади и положению нимесулиду, 4-А-2-ФФМСА, 4МСА-3-ФФА и проводили идентификацию и количественное спектрофотометрическое определение каждой пробы по отдельности согласно п.

5.3.1 настоящей диссертации.

Результаты сохранения нимесулида, 4-А-2-ФФМСА, 4-МСА-3-ФФА, а также обнаруженных продуктов трансформации в трупном материале при пяти температурных режимах сохранения представлены в соответствии с рисунками 57-66 и 69 (приложение).

Полученные результаты позволили доказать ступенчатое образование из нимесулида продуктов его трансформации в трупной печени – 4-А-2-ФФМСА и 4-МСА-3-ФФА. Для первой ступени трансформации нимесулида в трупном материале характерно восстановление ароматической нитрогруппы, и, как следствие, образование 4-А-2-ФФМСА через определенный промежуток времени. Вторая ступень трансформации нимесулида заключается в образовании ацетильного производного восстановленной формы нимесулида (4МСА-3-ФФА) из 4-А-2-ФФМСА. В результате чего, даже после полного исчезновения нимесулида возможно доказательство его присутствия в трупной печени благодаря наличию 4-А-2-ФФМСА и 4-МСА-3-ФФА в образцах биоматериала.

Нимесулид в трупной печени при температуре 36 °С уже невозможно обнаружить к 34 дню сохранения, но его продукты трансформации 4-А-2ФФМСА и 4-МСА-3-ФФА еще обнаруживаются до 320 и 230 дня соответственно. Сохранение нимесулида при 17-22 °С (комнатная температура) позволяет его обнаруживать до 70 дня, при температурах 8 °С и 1,5-2 °С – до дня, при -12 °С к 590 дню содержание нимесулида в трупной печени падает почти в 2,8 раза, однако его обнаружение в гнилостно-разлагающемся трупном материале все еще остается возможным. При 17-22 °С и более низких температурах сохранения (до -12 °С) также возможно обнаружение хотя бы одного из продуктов трансформации в трупной печени нимесулида – 4-А-2ФФМСА или 4-МСА-3-ФФА до 590 дня.

Изучение сохранения 4-А-2-ФФМСА в гнилостно-разлагающемся трупном материале позволило сделать вывод о его частичной трансформации в 4-МСА-3ФФА, начиная с 24-34 дня в интервале температур от -12 до 36 °С и как минимум до 540 дня сохранения. При температурах 36 и 17-22 °С 4-А-2ФФМСА обнаруживается в трупном материале по крайней мере в течение 270 и 410 дней сохранения соответственно. При более низких температурах сохранения данное соединение еще находится в трупном материале как минимум в течение 540 дней.

Показана возможность трансформации 4-А-2-ФФМСА в нимесулид в трупном материале при -12 °С в интервале 120-170 дня.

Таким образом, при низких температурах наряду с процессами ацетилирования (образование 4-МСА-3-ФФА), возможны процессы окисления соединений метансульфонамидной структуры (доказано методом хромато-массспектрометрии), содержащих в четвертом положении ароматическую аминогруппу. Анализ методом хромато-масс-спектрометрии проводился согласно алгоритму описанному в п. 2.7.5 настоящей диссертации. Результаты анализа представлены в соответствии с рисунками 71-72 (приложение).

При изучении сохранения 4-МСА-3-ФФА в интервале от -12 до 36 °С в образцах гнилостно-измененного трупного материала продуктов трансформации – нимесулида и 4-А-2-ФФМСА не обнаружено.

По результатам сохранения нимесулида, 4-А-2-ФФМСА и 4-МСА-3-ФФА в трупном материале последнее из указанных соединений оказалось наиболее стабильным. При 36 °С оно обнаруживается в трупном материале до 270 дня.

При более низких температурах (от 17-22 до -12 °С) это вещество продолжает обнаруживаться как минимум в течение 540 дней.

6.2.2 Сохраняемость 4-нитроанилина, 4-Н-2-ФА и 4-Г-2-ФФМСА По описанному в п. 6.2 алгоритму исследовалась сохраняемость 4нитроанилина, 4-Н-2-ФА и 4-Г-2-ФФМСА.

В пробах контролировали только наличие указанных соединений (без продуктов их трансформации в трупной печени) согласно схеме в п. 6.2. настоящей диссертации.

количественное спектрофотометрическое определение 4-нитроанилина, 4Н-2-ФА и 4-Г-2-ФФМСА проводили согласно п. 5.3.1 настоящей диссертации.

После хроматографирования с пластины ТСХ вырезали участки, соответствующие по площади и положению 4-нитроанилину, 4-Н-2-ФА и 4-Г-2ФФМСА. Анализ каждой пробы проводили согласно п. 5.3.1 настоящей диссертации.

Результаты сохранения 4-нитроанилина, 4-Н-2-ФА и 4-Г-2-ФФМСА при пяти температурных режимах сохранения представлены в соответствии с рисунками 67, 68 и 70 (приложение).

Анализ полученных результатов показал, что в интервале температур от 1,5 до 36 °С срок сохранения 4-нитроанилина уменьшается со 130 до 36 суток. К 46 дню сохранения уже невозможно обнаружить 4-нитроанилин в трупной печени при температурах сохранения 36 и 17-22 °С, к 94 дню при температуре °С, к 130 дню при температуре 1,5-2 °С.

4-Н-2-ФА возможно обнаруживать как минимум до 240 дня сохранения в интервале температур -12-36 °С. Однако, при температуре сохранения 36 °С на 240 день количество 4-Н-2-ФА снизилось в 9,1 раза по сравнению с первым днем сохранения; при температуре сохранения 17-22 °С – в 6 раз; при 8 °С – в 4,4 раза; при 1,5-2 °С – в 2,8; при -12 °С – в 1,9.

4-Г-2-ФФМСА оказался наиболее стабильным при его сохранении в гнилостно-разлагающемся трупном материале. По сравнению с первым днем сохранения при температуре 36 °С, на 240 день сохранения количество 4-Г-2ФФМСА снизилось в 1,5 раза. При температурах сохранения 17-22 и -12 °С к 240 дню сохранения количество указанного вещества в трупном материале снизилось незначительно – в 1,3 и 1,03 раза соответственно.

Проведенные исследования сроков сохранения нимесулида и близких по структуре соединений позволяют рекомендовать интервал температур от 1,5 до С, как наиболее подходящий для консервации биологического материала, содержащего данные отравляющие вещества. При этом температурном интервале указанные соединения возможно обнаружить в трупном материале как минимум в течение 6 месяцев со дня смерти.

На основании проведенных диссертационных исследований разработаны две общие схемы исследования в соответствии с рисунками 16 и (приложение). Первая схема исследования биоматериала рекомендуется для исследования отдельных производных 4-нитроанилина при отравлении. Вторая схема предназначена для определения нимесулида и его метаболитов, присутствующих совместно в одном образце биологического материала при отравлении нимесулидом. Для изолирования отравляющих веществ в обоих случаях применяли оптимальные условия изолирования, описанные выше.

оптимальной очистки выбран вариант комбинированной очиски методом жидкость-жидкостной экстракции и прямофазовой колоночной хроматографии низкого давления, как наиболее приемлемый для определения минимальных количеств каждого из указанных соединений.

Вторая общая схема исследования биоматериала имеет вариант комбинированной очиски методом жидкость-жидкостной экстракции и прямофазовой колоночной хроматографии низкого давления. Разделение указанных соединений проводят на стадии экстракционной очистки.

Биологический объекты, содержащие определяемые вещества Растворение в ацетонитриле, Растворение в диэтиловом Растворение в хлороформе, разбавление буферным эфире, экстрагирование разбавление буферным насыщение (NH4 )2 SO4 рН 0,3-0,5; 8-9; 11- этилацетатом насыщ.

воздуха при 18-22 °С Хроматографирование на колонке Хроматографирование на колонке элюент гексан-ацетон (8:2) – 1, 2, элюент гексан-ацетон (6:4) – 4, 5, 3, испарение элюата в токе воздуха 6, испарение элюата в токе воздуха Идентификация Идентификация и количественное Идентификация и количественное УФ-ВИД-спектрофотометрия Рисунок 16 – Общая схема исследования биоматериала при отравлении нимесулидом, 4нитроанилином, 4-Н-2-ФА, 4-А-2-ФФМСА, 4-МСА-3-ФФА или 4-Г-2-ФФМСА Биологический объекты, содержащие определяемые вещества Растворение в диэтиловом Растворение в диэтиловом Растворение в диэтиловом эфире, экстрагирование эфире, экстрагирование эфире, экстрагирование Доведение до рН 6-7, Доведение до рН 6-7, насыщение NaBr, этилацетатом насыщ. этилацетатом, испарение в водой, испарение в токе токе воздуха при 18-22 °С воздуха при 18-22 °С Хроматографирование на колонке с силикагелем Silasorb C18 30 мкм, элюенты вода-ацетон (8:2) – 1; вода-ацетон (6,5:3,5) – 2; вода-ацетон (8,5:1,5) – 3;

Идентификация Идентификация и количественное Идентификация и количественное УФ-ВИД-спектрофотометрия Рисунок 17 – Общая схема исследования биоматериала при отравлении нимесулидом (определение нимесулида и его метаболитов – 4-А-2-ФФМСА, 4-МСА-3-ФФА

ВЫВОДЫ

1. Проведен подбор условий синтеза и очистки 4-Н-2-ФА и 4-А-2-ФФМСА из нимесулида, а также 4-МСА-3-ФФА и 4-Г-2-ФФМСА из 4-А-2-ФФМСА.

Доказана индивидуальность синтезированных соединений методами ТСХ и ГХМС, установлена их химическая структура с использованием методов ЯМР 1Н и ИК-спектрофотометрии. Количественное содержание основных веществ в синтезированных и очищенных образцах определялось титриметрическими методами. Определены величины химических сдвигов протонов в ЯМР 1Н спектрах исследуемых соединений. Рассчитан ряд оптических характеристик электронных спектров анализируемых соединений. Показана возможность идентификации данных веществ по их электронным, ИК-, масс-спектрам (ГХМС).

2. Исследовано хроматографическое поведение анализируемых веществ в тонких слоях и колонках неподвижных фаз с гидроксилированной и привитой поверхностями с применением элюентов различной полярности. Рассчитаны параметры хроматографирования анализируемых соединений. Установлено, что оптимальной для определения нимесулида и близких по структуре соединений в тонких слоях силикагеля (пластины «Сорбфил» УФ-254) является подвижная фаза толуол-ацетонитрил (7:3). При определении в тонких слоях обращннофазового сорбента (модель привитой фазы С14 – С15) оптимальной является подвижная фаза буферный раствор с рН 8,95 - метанол (7:4).

Показано, что оптимальной для определения нимесулида, 4-нитроанилина, 4-Н-2-ФА методом нормальнофазовой ВЭЖХ является подвижная фаза гексанацетон-тетрахлорметан (7:3:7), для определения нимесулида, 4-А-2-ФФМСА, 4МСА-3-ФФА, 4-Г-2-ФФМСА – подвижная фаза гексан-диоксан-тетрахлорметан (1:1:1). Установлено, что для определения исследуемых соединений методом обращеннофазовой ВЭЖХ универсальным является градиентный режим элюирования с компонентами подвижной фазы ацетонитрилом и 20 мМ фосфатным буфером KH2PO4 с рН 3,05.

3. Разработаны методики количественного спектрофотометрического определения аналитов по поглощению в средах ацетонитрила, ДМФА и этанола.

Относительная ошибка среднего результата (n=6; Р=0,95) методик не превышает 1,04 %. Разработаны методики количественного определения аналитов методами нормальнофазовой и обращеннофазовой ВЭЖХ. Относительная ошибка среднего результата (n=6; Р=0,95) – не более 1,41 %.

4. Установлены оптимальные условия максимального извлечения аналитов из равновесных водной и органических фаз (экстрагенты – этилацетат, этилацетат насыщенный водой, бензол; электролиты – аммония сульфат, аммония бромид, натрия бромид). Определена необходимая кратность экстрагирования для извлечения заданных количеств аналитов из водных растворов. Предложены селективные условия экстрагирования нимесулида, 4-АФФМСА, 4-МСА-3-ФФА при их возможном совместном присутствии.

5. Исследована зависимость удерживания аналитов в макроколонках нормальнофазового (Silicagel L 40/100 мкм) и обращеннофазового (Silasorb C 30 мкм) сорбентов от состава и соотношения компонентов подвижных фаз.

Установлены оптимальные условия хроматографирования исследуемых соединений с использованием подвижных фаз состава: гексан-ацетон (нормальнофазовый сорбент) и вода-ацетон (обращеннофазовый сорбент).

Определн уровень потерь аналитов при хроматографировании в тонких слоях и колонках сорбентов. Показана эффективность разработанных способов очистки анализируемых соединений от соэкстрактивных веществ биоматериала жидкость-жидкостной экстракцией и хроматографией.

6. Изучено сравнительное изолирование аналитов из биоматериала изолирующими агентами различной химической природы в режиме настаивания. Установлены зависимости степени изолирования анализируемых соединений от длины углеводородного радикала в ряду алифатических спиртов и сложных эфиров карбоновых кислот, от числа атомов хлора в ряду галогеналканов, от молекулярной массы аренов.

Установлено, что извлечение анализируемых веществ из биоматериала целесообразно проводить ацетоном. Оптимальные условия изолирования достигаются при двукратном настаивании в течение как минимум 45 минут при массовом соотношении «ацетон-биоматериал» – не менее 2:1.

7. Разработаны методики определения анализируемых соединений в тканях трупных органов и биожидкостях (крови, плазме крови и моче) на основе изолирования ацетоном и последующей очистки жидкость-жидкостной экстракцией и хроматографией.

Установлено, что при росте содержания аналитов от 2,0 до 50,0 мг в 100 г биоматериала изменение степени извлечения не превышает 3,59 %. Значения степени извлечения при этом находятся в интервале 48,73-99,90%, а значения доверительного интервала – 1,56-6,95 (n=5; Р=0,95). Для разработанных методик установлены значения определяемого минимума исследуемых веществ.

8. Исследовано распределение рассматриваемых соединений в организме теплокровных (на примере крыс). Установлено, что в значительных количествах исследуемые соединения присутствуют в верхних отделах желудочнокишечного тракта, а также в крови, почках с надпочечниками и легких (4нитроанилин), в мозге и тимусе (4-Н-2-ФА), почках с надпочечниками и легких (нимесулид), глазах и тимусе (4-А-2-ФФМСА), селезенке, крови, сердце, почках с надпочечниками (4-МСА-3-ФФА), тимусе и селезенке (4-Г-2-ФФМСА).

Исследованы особенности сохранения нимесулида, продуктов его трансформации и близких по структуре соединений в модельных смесях с трупным материалом в пяти температурных режимах (от -12 до 36 °С). Доказана возможность трансформации в трупном материале нимесулида до 4-А-2ФФМСА и 4-МСА-3-ФФА, а 4-А-2-ФФМСА до 4-МСА-3-ФФА.

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ И УСЛОВНЫХ ОБОЗНАЧЕНИЙ

4-А-2-ФФМСА – N-(4-амино-2-феноксифенил)-метансульфонанилид 4-Г-2-ФФМСА – N-(4-гидрокси-2-феноксифенил)-метансульфонанилид 4-НА – 4-нитроанилин 4-Н-2-ФА – 4-нитро-2-феноксианилин 4-МСА-3-ФФА – N-(4-метансульфониламино-3-феноксифенил)-ацетамид АСТ – аспартатаминотрансфераза АЛТ – аланинаминотрансфераза ВЭЖХ – высокоэффективная жидкостная хроматография ГХ-МС – газовая хроматография с масс-спектрометрическим детектированием ДМСО – диметилсульфоксид ДМФА – диметилформамид ИК – инфракрасный Кл – колонка Кп – коэффициент поправки НАДФН – восстановленная форма никотинамидадениндинуклеотидфосфата НФ-ВЭЖХ – нормальнофазовая высокоэффективная жидкостная хроматография НФ-ТСХ – нормальнофазовый вариант тонкослойной хроматографии ОФ-ВЭЖХ – обращеннофазовая высокоэффективная жидкостная хроматография ОФ-ТСХ – обращеннофазовый вариант тонкослойной хроматографии ТМС – тетраметилсилан ТСХ – тонкослойная хроматография УФ – ультрафиолетовый ФСП – фармакопейная статья предприятия ЯМР – ядерно-магнитный резонанс LD50 – полулетальная доза вещества LD100 – смертельная доза вещества

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Агальцова, Т. Б. К судебно-химическому доказательству отравлений эуноктином / Т. Б. Агальцова // Суд.-мед. экспертиза. – 1976. – Т. 19, № 1. – С.

23-27.

безопасности нимесулида у детей с ювенильным артритом / Е. И. Алексеева, С. И. Валиева // Вопр. соврем. педиатрии. – 2007. – Т. 6, № 6. – С. 76-80.

Андреещева, Н. Г. Об особенностях и критериях токсического действия некоторых нитро- и аминопроизводных бензола / Н. Г. Андреещева // Гигиена и санитария. – 1970. – № 4. – С. 44-47.

микроконцентраций мета-нитроанилина в присутствии нитропроизводных бензола / Н. Г. Андреещева // Гигиена и санитария. – 1969. – № 10. – С. 90.

нитропроизводных бензола / Н. Г. Андреещева // Гигиена и санитария. – 1970. – № 4. – С. 50-51.

Барскова, В. Г. Нимесулид в лечении подагрического артрита / В. Г. Барскова // Consilium medicum. – 2008. – Т. 10, № 2. – С. 19-23.

Барскова, В. Г. Применение гранулированной формы нимесулида при подагре / В. Г. Барскова, Ф. М. Кудаева // Рус. мед. журн. Ревматология. – 2007. – Т. 15, № 26. – С. 2020-2023.

Василенко, Н. М. Особенности токсикодинамики 2,4динитроанилина и 6-хлор-2,4-динитроанилина в сравнительном аспекте / Н. М.

Василенко, В. И. Звездай, Ф. А. Колодуб // Гигиена и санитария. – 1975. – № 8. – С. 106-107.

Василенко, Н. М. Особенности токсического действия изомеров мононитроанилинов / Н. М. Василенко, В. И. Звездай, Ф. А. Колодуб // Гигиена и санитария. – 1974. – № 8. – С. 103-104.

Василенко, Н. М. Сравнительная оценка изменений в крови при аминосоединениями / Н. М. Василенко, В. И. Звездай // Фармакология и токсикология. – 1972. – Т. 35, № 1. – С. 108-110.

Василенко, Н. М. Токсикологическая характеристика пара- и ортоаминофенолов, пара-хлор-орто-аминофенола и пара-нитро-орто-аминофенола в сравнительном аспекте / Н. М. Василенко, В. В. Лабунский // Фармакология и токсикология. – 1971. – Т. 34, № 6. – С. 730-733.

Вергейчик, Т. Х. Определение карбамазепина в трупном материале с использованием производной спектрофотометрии / Т. Х. Вергейчик, С. В.

Шабалин // Суд.-мед. экспертиза. – 1993. – Т. 36, № 4. – С. 32-34.

фармакокинетическими параметрами производных 1,4-бензодиазепина / А. А. Литвин, Г. Б. Колыванов, В. П. Жердев, А. П. Арзамасцев // Хим.фармацевт. журн. – 2004. – Т. 38, № 11. – С. 3-5.

неспецифической болью в нижней части спины / П. Р. Камчатнов, Б. В. Радыш, А. В. Кутенев, А. Ю. Казаков // Рус. мед. журн. Неврология. Психиатрия. – 2009.

– Т. 17, № 20. – С. 1341-1344.

Воробьева, О. В. Взаимосвязь спектра безопасности нимесулида и фармакокинетики / О. В. Воробьева // Consilium medicum. – 2010. – Т. 12, № 2. – С. 86-88.

Т. И. Давиденко, И. И. Котляр, Г. И. Бондаренко [и др.] // Хим.-фармацевт. журн.

– 1984. – Т. 18, № 9. – С. 1105-1110.

Газохроматографическое определение ароматических аминов в воде водных объектов / М. Т. Дмитриев, Н. В. Зайцева, В. Ю. Малков, Т. С. Уланова // Гигиена и санитария. – 1989. – № 7. – С. 29-31.

Газохроматографическое определение фенилендиаминов в воздухе / М. Т. Дмитриев, В. Д. Семянистый, Е. Н. Шеляпина, Б. Г. Пискунов // Гигиена и санитария. – 1988. – № 11. – С. 48-50.

антифебрина, новокаина и анестезина солянокислым раствором хлористого йода / А. И. Генгринович, Я. К. Кадыров // Аптеч. дело. – 1952. – Т. 1, № 1. – С. 46-49.

Генин, В. А. Деканцерогенизация промышленных сточных вод, содержащих бензидин / В. А. Генин // Гигиена и санитария. – 1973. – № 3. – С.

105-107.

Генин, В. А. Определение бензидина в прямых красителях методом тонкослойной хроматографии / В. А. Генин, С. И. Двоскин, В. А. Чертов // Гигиена и санитария. – 1977. – № 8. – С. 87-88.

метаболитов у крыс / Н. Я. Головенко, Т. Л. Карасева // Фармакология и токсикология. – 1978. – Т. 41, № 1. – С. 17-19.

Головенко, Н. Я. Определение транквилизаторов 1,4бенздиазепинового ряда и их метаболитов в биологических средах / Н. Я. Головенко, В. Г. Зиньковский // Хим.-фармацевт. журн. – 1978. – Т. 12, № 1. – С. 3-14.

Грязнова, Е. А. Обнаружение и определение анилина при судебнохимических исследованиях / Е. А. Грязнова, В. Г. Беликов // Суд.-мед.

экспертиза. – 1959. – Т. 2, № 4. – С. 39-43.

Гуртовой, Г. К. Количественное изучение микрораспределения меченых сульфаниламидов в тканях (на примере глаза) / В. Д. Тонкопий // Фармакология и токсикология. – 1968. – Т. 31, № 5. – С. 579-581.

Давыдова, С. Г. Сравнительная гигиеническая и санитарнотоксикологическая характеристика изомеров нитрохлорбензола применительно к гигиеническому нормированию их в воде водоемов / С. Г. Давыдова // Гигиена и санитария. – 1967. – № 8. – С. 7-11.

средствами в Москве в 1988 г. / Е. Ю. Дедюева, И. М. Серебренников, Т. Н.

Яблочкина // Суд.-мед. экспертиза. – 1990. – Т. 33, № 4. – С. 22-24.

ароматических аминов в воздухе / М. Т. Дмитриев, Т. С. Уланова, А. В.

Михайлов // Гигиена и санитария. – 1985. – № 1. – С. 57-59.

материале / А. М. Доброриз // Суд.-мед. экспертиза. – 2009. – Т. 52, № 4. – С. 32Елгазин, С. А. Опыт применения капельных цветных реакций при испытании на подлинность / С. А. Елгазин // Аптеч. дело. – 1959. – Т. 8, № 5. – С. 53-57.

Елисеев, М. С. Нимесулид: основные механизмы действия и безопасность / М. С. Елисеев // Рус. мед. журн. – 2008. – Т. 16, № 24. – С. 1630Жолдакова, З. И. Прогноз опасности веществ по зависимости структура–биотрансформация–активность / З. И. Желдакова, Н. В. Харчевникова // Фармация. – 2004. –Т. 48, № 2. – С. 16-24.

Заздравных, Н. А. Изолирование и идентификация нимесулида в биологическом материале / Н. А. Заздравных, И. В. Стаценко, Л. Г. Воронкова // Актуал. вопр. судеб. медицины и эксперт. практики. – 2008. – № 13. – С. 75-78.

Зайцева, А. С. Химико-токсикологическое исследование отдельных нитропроизводных анилина : автореф. дис. … канд. фарм. наук : 14.04.02 / А. С. Зайцева ; Курск. гос. мед. ун-т. – Курск, 2012. – 23 с.

Зурабашвили, З. А. Газохроматографический анализ психотропных препаратов разных классов / З. А. Зурабашвили, Л. М. Мизрахи, М. С. Цинцадзе // Фармакология и токсикология. – 1985. – Т. 48, № 1. – С. 35-39.

Идентификация лекарственных средств группы 1,4-бензодиазепина по электронным и колебательным спектрам поглощения / М. А. Жиляева, А. Р. Трофимов, Г. В. Раменская [и др.] // Фармация. – 1996. – Т. 45, № 5. – С. 35Идентификация производных 1,4-бензодиазепина методом спектроскопии ЯМР 1Н / В. С. Карташов, С. В. Шоршнев, А. Н. Лощинин, А. П. Арзамасцев // Фармация. – 1992. – Т. 41, № 1. – С. 70-71.

Измеров, Н. Ф. Параметры токсикометрии промышленных ядов при однократном воздействии / Н. Ф. Измеров, И. В. Саноцкий, К. К. Сидоров – М. :

Медицина, 1977. – 240 с.

Иличкина, А. Г. Санитарный надзор за водоемами при загрязнении их ароматическими амино- и нитросоединениями / А. Г. Иличкина, И. И. Бать, В. В. Кириченко // Гигиена и санитария. – 1974. – № 9. – С. 100-101.

Ильченко, Л. Ю. Клиническая эффективность, переносимость и безопасность нимесулида. Существует ли проблема его гепатотоксичности? / Л. Ю. Ильченко // Фарматека. – 2009. – № 2. – С. 54-58.

определение 1,4-фенилендиамина в объектах окружающей среды / Р. Н. Исаев, Е. П. Мерзлякова // Гигиена и санитария. – 1999. – № 4. – С. 64-66.

Казаринова, Н. Ф. Об определении мета-фенилендиамина в водных средах / Н. Ф. Казаринова, И. С. Духовная, Л. Э. Мянник // Гигиена и санитария.

– 1974. – № 11. – С. 61-63.

Каратеев, А. Е. Новое в доказательной медицине. Безопасность нимесулида: эмоции или взвешенная оценка? / А. Е. Каратеев, В. Г. Барскова // Consilium medicum. – 2007. – Т. 9, № 2. – С. 60-64.

Здравоохранение Белоруссии. – 1977. – № 10. – С. 76-77.

идентификации лекарственных средств, производных 1,4-бензодиазепина / В. С. Карташов, С. В. Шоршнев, А. П. Арзамасцев // Хим.-фармацевт. журн. – 1991. – Т. 25, № 10. – С. 78-80.

теплокровных животных / Л. Л. Квачахия, В. К. Шорманов, Л. Е. Сипливая // Суд.-мед. экспертиза. – 2008. – Т.51, № 2. – С. 34-37.

хроматографии / А. В. Киселв, Д. П. Пошкус, Я. И. Яшин. – М. : Химия, 1986. – 272 с.

Клейнер, А. И. Лечение дискинезий желчевыводящих путей при хронической интоксикации нитропроизводными бензола / А. И. Клейнер, Л. Н. Казинская, Н. В. Тимофеев // Врачеб. дело. – 1967. – № 12. – С. 104-105.

Клинико-гигиенические параллели при воздействии анилина на организм / Н. М. Василенко, Л. Н. Хижнякова, В. И. Звездай [и др.] // Врачеб.

дело. – 1972. – № 8. – С. 132-134.

Коренман, И. М. Экстракция в анализе органических веществ / И. М. Коренман. – М. : Химия, 1977. – 196 с.

Г. Н. Горн // Фармация. – 1989. – Т. 38, № 1. – С. 73-75.

Е. В. Компанцева // Фармация. – 1981. – № 5. – С. 30-34.

Маркарян, Х. С. Накопление метгемоглобина в крови белых крыс при различных режимах ингаляции анилина / Х. С. Маркарян // Гигиена и санитария. – 1972. – № 12. – С. 53-57.

Михайловский, Н. Я. Обоснование норматива 4-нитроанилина в воде водоемов / Н. Я. Михайловский, Т. С. Дергачева // Гигиена и санитария. – 1985.

– № 4. – С. 82-83.

Михайловский, Н. Я. Обоснование ПДК 2,4-динитроанилина в воде с использованием экспериментально-расчетного метода / Н. Я. Михайловский, Т. С. Дергачева, А. Н. Соколов // Гигиена и санитария. – 1982. – № 10. – С. 15-18.

Муравьев, Ю. В. Почему селективный ингибитор циклооксигеназы- нимесулид может снизить функцию почек? / Ю. В. Муравьев, Т. Н. Цапина // Клинич. фармакология и терапия. – 2007. – Т. 9, № 5. – С. 60-61.

комплексном лечении больных хроническим абактериальным простатитом с синдромом хронической тазовой боли / А. И. Неймарк, Я. В. Яковец, Р. Т. Алиев // Урология. – 2004. – № 5. – С. 31-34.

Нимесулид. Таблетки 100мг / ЗАО «Березовский фармацевтический завод» (Березовский). – 2007. – ФСП 14758-07. – С. 1-7.

Нитразепам. Субстанция / ОАО «Органика» (Новокузнецк). – 2005. – ФСП 42-0034632105. – С. 1-7.

Обоснование предельно допустимой концентрации 4,4дихлорфенилсульфона в воде водоемов / Г. Т. Писько, Г. В. Толстопятова, И. Р. Бариляк [и др.] // Гигиена и санитария. – 1982. – № 2. – С. 84-85.

микроколоночном жидкостном хроматографе «Милихром» / Д. Э. Бодрина, С. К. Еремин, Б. Н. Изотов, Р. И. Тяпкина // Суд.-мед. экспертиза. – 1992. – № 4.

– С. 29-31.

Определение нового соединения из группы метансульфонамидов на основе поглощения УФ-излучения в среде ацетонитрила / Л. Е. Сипливая, В. К. Шорманов, Д. А. Герасимов, С. Г. Галушкин // Биотехнология и биомедицинская инженерия : сб. материалов V Всерос. науч.-практ. конф. с междунар. участием. – Курск : Изд-во КГМУ, 2012. – С. 86-89.

Оригинальные исследования. К вопросу о гепатотоксичности нимесулида / Е. В. Коломиец, И. Е. Трубицына, Б. З. Чикунова, В. Н. Дроздов // Гепатология. – 2004. – № 6. – С. 9-12.

Пат. 2151764 Российская Федерация, МПК C07C311/08, C07C229/26, C08B37/16, A61K31/63, A61K47/48, A61P29/00. Соль нимесулида и L-лизина, растворимая в воде, способ ее приготовления, композиции на ее основе, водный раствор соли нимесулида, фармацевтическая композиция, обладающая противовоспалительной активностью / Пиротт Бернар, Пиель Жеральдин, Невен Филипп, Дельневий Изабель, Жесзи Жозеф ; заявитель и патентообладатель ЕУРОФАРМАСЬЮТИКЕЛС С. А. (BE). – № 96105706/04 ; заявл. 16.06.95 ;

опубл. 27.06.00. – 8 с. : ил.

Попов, Т. А. Экспериментальные данные к токсикологии 2,4динитрофенола / Т. А. Попов // Фармакология и токсикология. – 1965. – Т. 28, № 4. – С. 493-494.

Прач, П. М. Микрокристаллоскопические реакции производных бензодиазепина / П. М. Прач, М. М. Лапыш // Фармация. – 1977. – Т. 26, № 1. – С. 74-76.

Применение хроматографических методов для определения 2нитропроизводных анилина в биологическом материале / В. К. Шорманов, А. С. Шилова, Сухомлинов Ю. А. [и др.] // Сорбцион. и хроматографич.

процессы. – 2011. – Т.11, № 4. – С. 535-544.

Прогнозирование класса опасности органических соединений по их структуре / Т. Р. Зулькарнаев, Т. С. Соломинова, Л. А. Тюрина, С. М. Новиков // Гигиена и санитария. – 1999. – № 1. – С. 56-59.

Разделение метаболитов диазепама и нитразепама колоночной хроматографией / Н. Я. Головенко, В. Г. Зиньковский, Т. Л. Карасева, А. В. Богатский // Фармация. – 1977. –Т. 26, № 4. – С. 39-41.

Робертс, Дж. Основы органической химии / Дж. Робертс, М.

Касерио. – М. : Мир, 1978. – Т. 2. – 888 с.

Симонов, В. А. Быстрый колориметрический метод определения мета-фенилендиамина в воздухе / В. А. Симонов, В. Д. Бартенев, Э. С. Бреннер // Гигиена и санитария. – 1970. – № 5. – С. 99-100.

Симонов, В. А. Спектрофотометрическое определение анилина и мета-фенилендиамина при их совместном присутствии в воздухе / В. А.

Симонов, В. Д. Бартенев, И. А. Михайлова // Гигиена и санитария. – 1971. – № 5.

– С. 55-57.

Синтез и фармакологическое изучение 1,3-дигидро-1,3-диметил-5фенил-7-нитро-2Н-1,4-бензодиазепин-2-она / А. Н. Гринев, Э. С. Кричевский, О. Б. Романова [и др.] // Хим.-фармацевт. журн. – 1983. – Т. 17, № 11. – С. 1300Стыскин, Е. Л. Практическая высокоэффективная жидкостная хроматография / Е. Л. Стыскин, Л. Б. Ицыксон, Е. В. Брауде. – М. : Химия, 1986.

– 288 с.

Тонкопий, В. Д. Влияние цистамина, унитиола и глютаминовой кислоты на метгемоглобинобразование при отравлении ксилидинами / В. Д. Тонкопий // Фармакология и токсикология. – 1967. – Т. 30, № 3. – С. 358Фотометрическое определение лекарственных препаратов содержащих первичную ароматическую аминогруппу / П. Н. Ивахненко, Г. М. Килякова, Н. Н. Ляшева [и др.] // Фармация. – 1980. – Т. 29, № 2. – С. 38Фурсова, И. А. Особенности экстрагирования 2-амино-4нитрофенола и 4-фенилфенола из водных растворов / И. А. Фурсова, В. К.

Шорманов // Суд.-мед. экспертиза. – 2002. – Т. 45, № 6. – С. 38-41.

Хамуев, Г. Д. К обоснованию предельно допустимой концентрации пара-хлоранилина и мета-хлоранилина в водоемах / Г. Д. Хамуев // Гигиена и санитария. – 1967. – № 7. – С. 13-18.

метгемоглобинобразующая активность» в ряду ароматических аминов / Н. В. Харчевникова, З. И. Жолдакова // Гигиена и санитария. – 1997. – № 3. – С.

41-44.

Хуен, Хоанг-Тих. О механизме защитного действия сульфонамидов биотрансформации в печени крыс / Хоанг-Тих Хуен, Д. Мюллер, В. Клингер // Фармакология и токсикология. – 1974. – Т. 37, № 2. – С. 176-183.

допустимой концентрации диаминодифенилсульфона в атмосферном воздухе населенных мест / Л. Х. Цыгановская, Л. И. Волохова, В. М. Воронин // Гигиена и санитария. – 1978. – № 5. – С. 3-5.

Чекрышкина, Л. А. Идентификация лекарственных препаратов содержащих ароматическую нитрогруппу / Л. А. Чекрышкина, Л. И. Парфенова, Н. И. Эвич // Фармация. – 1983. –Т. 32, № 3. – С. 39-40.

Чичасова, Н. В. Нимесулид в лечении хронических заболеваний суставов / Н. В. Чичасова, Г. Р. Имаметдинова, Е. Л. Насонов // Лечащий врач. – 2008. – № 4. – С. 75-78.

Шабалин, С. В. Методика изолирования карбамазепина из трупного материала и определение его методом флюоресцентно-поляризационного анализа / С. В. Шабалин, Т. Х. Вергейчик // Суд.-мед. экспертиза. – 1993. – Т. 36, № 4. – С. 29-30.

Шилова, А. С. Особенности экстракции 2-нитро-4-метиланилина из водных и водно-ацетонитрильных растворов / А. С. Шилова, В. К. Шорманов // IV Международная конференция «Экстракция органических соединений» ЭОСВоронеж, 20-24 сент. 2010 г.). – Воронеж, 2010. – С. 228.

Шорманов, В. К. Идентификация нового соединения из группы замещенных метансульфонамидов методом электронной спектрофотометрии / В. К. Шорманов, Д. А. Герасимов, О. И. Гришечко // Биотехнология и биомедицинская инженерия : сб. материалов V Всерос. науч.-практ. конф. с междунар. участием. – Курск : Изд-во КГМУ, 2012. – С. 72-76.

соединений из трупного материала / В. К. Шорманов, Н. Д. Захарова, А. В.

Нестерова // Суд.-мед. экспертиза. – 1993. – Т. 36, № 1. – С. 34-36.

Шорманов, В. К. Определение отдельных групп нитросоединений ароматического и гетероциклического ряда при химико-токсикологических исследованиях / В. К. Шорманов. – Курск : Изд- КГМУ, 2004. – 113 с.

динитрофенольной структуры в биологических жидкостях / В. К. Шорманов, И. А. Фурсова // Суд.-мед. экспертиза. – 1995. – Т. 38, № 3. – С. 33-36.

гидроксибензола в биологическом материале / В. К. Шорманов, О. И. Малыхина // Материалы всерос. совещания суд.-мед. экспертов по применению правил и мед. критериев определения степени тяжести вреда, причиннного здоровью человека и итоговой науч.-практ. конф. Рос. центра суд.-мед. экспертизы. – М. :

РИО ФГУ РЦСМ Минздравсоцразвития России, 2008. – С. 228-230.

Шорманов, В. К. Титриметрическое определение ДНОК в среде ДМФА / В. К. Шорманов / Курск. гос. мед. ин-т. – Курск, 1987. – 4 с. – Деп. в ВНИИМИ 30.03.87, № 13060.

Шорманов, В. К. Экстракция трифлуралина из водноацетонитрильных растворов / В. К. Шорманов, А. С. Шилова // Суд.-мед.

экспертиза. – 2010. – №5. – С. 31-33.

Эффективность и безопасность применения нимесулида (нимесила) у больных с подагрическим артритом / В. Г. Барскова, В. А. Насонова, Т. Н.

Цапина [и др.] // Клинич. медицина. – 2004. – № 12. – С. 49-54.

Р. М. Балабанова, Б. С. Белов, Н. В. Чичасова [и др.] // Клинич. медицина. – 2002. – № 6. – С. 49-52.

Янков, К. Г. Применение хроматографии в тонком слое для разделения некоторых динитрофенолов при химико-токсикологическом исследовании / К. Г. Янков // Фармация. – 1968. – Т. 17, № 2. – С. 49-51.

96. A gas-chromatographic method for the determination of nimesulide from its pharmaceutical preparation / S. G. Navalgund, D. H. Khanolkar, P. S. Prabhu [et al.] // Indian Drugs. – 1999. – Vol. 36, N 3. – P. 173-174.

97. A high performance thin layer chromatographic method for the determination of nimesulide from pharmaceutical preparations / S. G. Navalgund, P. S. Sahasrabudhe, D. H. Kanolkar [et al.] // Indian Drugs. – 1998. – Vol. 35, N 12. – P. 757-761.

A practical large scale synthesis of nimesulide – A step ahead / A. Prasad, M. L. Sharma, S. Kanwar [et al.] // Journal of Scientific & Industrial Research. – 2005.

– Vol. 64. – P. 756-760.

99. A simple colorimetric method for the determination of nimesulide from its pharmaceutical preparation / G. Navalgund, P. S. Prabhu, P. S. Sahasrabudhe [et al.] // Indian Drugs. – 2000. – Vol. 37, N 4. – P. 209-210.

100. A simple method for determination of nimesulide in rat blood samples by high-performance liquid chromatography / M. C. Carrasco-Portugal, V. GranadosSoto, G. A. Camacho-Vieyra [et al.] // J. Liq. Chromatogr. Relat. Technol. – 2000. – Vol. 23, N 14. – P. 2237-2244.

101. A simple, rapid, and validated LC method for the estimation of nimesulide in human serum and its application in bioavailability studies / S. Chandran, P. Ravi, P. R. Jadhav, R. N. Saha // Anal. Lett. – 2008. – Vol. 41, N 13/15. – P. 2437A unique metabolite of nimesulide / P. Sarkar, J. M. McIntosh, R. Leavitt, H. Gouthro // J. Anal. Toxicol. – 1997. – Vol. 21, N 3. – P. 197-202.

103. Acute Poisoning with Dapsone – A case report / T. Kraemer, L. D. Paul, C. Jochum, H. H. Maurer // T+ K. – 2002. – Vol. 69, N 2. – P. 80-85.

104. Adsorptive voltammetric determination of nimesulide at glassy cabon electrode / G. O. El-Sayed, S. A. Yasin, M. A. El Ries, A. A. El-Badawy // Lat. Am. J.

Pharm. – 2009. – Vol. 28, N 5. – P. 741-746.

105. Aithal, G. P. Nonsteroidal anti-inflammatory drug-induced hepatotoxicity / G. P. Aithal, C. P. Day // Clin. Liver Dis. – 2007. – Vol. 11, N 3. – P. 563-575.

106. Analysis of low-dose benzodiazepines by HPLC with automated solid phase extraction / K. K. Akerman, J. Jolkkonen, M. Parviainen, I. Penttila // Clin.

Chem. – 1996. – Vol. 42, N 9. – P. 1412-1416.

107. Analysis of methylated derivatives of nitrazepam and clonazepam by gas chromatography–mass spectrometry / L. P. Wang, H. X. Zhao, Y. M. Qiu [et al.] // Fenxi Ceshi Xuebao. – 2005. – Vol. 24, N 6. – P. 47-51.

108. Antioxidant profile of nimesulide, indomethacin and diclofenac in phosphatidylcholine liposomes (PCL) as membrane model / M. R. Facino, M. Carini, G. A. Aldini [et al.] // Int. J. Tissue React. – 1993. – Vol. 15, N 6. – P. 225-234.

109. Argekar, A. P. Determination of nimesulide in pharmaceutical dosage forms by HPTLC / A. P. Argekar, J. G. Sawant // J. Planar Chromatogr. Mod. TLC. – 1999. – Vol. 12, N 2. – P. 152-154.

110. Assay of nimesulide by ion association titration / I. C. Constantinescu, M. Florea, C.-C. Aram [et al.] // Farmacia. – 2009. – Vol. 57, N 3. – P. 267-271.

111. Bakavoli, M. Quantitative determination of diazepam, nitrazepam and flunitrazepam in tablets using thin-layer chromatography-densitometry technique / M. Bakavoli, M. Kaykhaii // J. Pharm. Biomed. Anal. – 2003. – Vol. 31, N 6. – P.

1185-1189.

112. Battu, P. R. Determination of nimesulide in pharmaceutical formulations and in human serum by reverse-phase high-perfomance liquid chromatography / P. R. Battu // Int. J. PharmTech Res. – 2009. – Vol. 1, N 2. – P. 206-209.

113. Battu, P. R. Simultaneous RP-HPLC determination of nimesulide and paracetamol in tablets / P. R. Battu // Int. J. PharmTech Res. – 2009. – Vol. 1, N 3. – P. 514-516.

114. Bernareggi, A. Clinical pharmacokinetics and metabolism of nimesulide / A. Bernareggi // Inflammopharmacol. – 2001. – Vol. 9, N 1/2. – P. 81-89.

115. Bernareggi, A. Clinical pharmacokinetics of nimesulide / A. Bernareggi // Clin. pharmacokinet. – 1998. – Vol. 35, N 4. – P. 247-274.

116. Bioactivation and hepatotoxicity of nitroaromatic drugs / U. A. Boelsterli, H. K. Ho, S. Zhou, K. Y. Leow // Curr. Drug Metab. – 2006. – Vol. 7, N 7. – P. 715Carlucci, G. Analytical procedure for determination of cyclooxygenase- inhibitors in biological fluids by high performance liquid chromatography: a review / G. Carlucci // Anti-Inflammatory & Anti-Allergy Agents in Medicinal Chemistry. – 2009. – Vol. 8, N 1. – P. 22-37.

118. Carmona, M. Kinetic determination of nitrazepam in tablets / M.

Carmona, M. Silva, D. Perez-Bendito // Anal. Lett. – 1992. – Vol. 25, N 7. – P. 1261Castoldi, D. Simultaneous determination of nimesulide and hydroxynimesulide in human plasma and urine by high-performance liquid chromatography / D. Castoldi, V. Monzani, O. Tofanetti // J. Chromatogr., B: Biomed.

Appl. – 1988. – Vol. 69, N 2. – P. 413-418.

120. Chemical modifications of nimesulide / S. Pericherla, J. Mareddy, D. D. P. Geetha Rani [et al.] // J. Braz. Chem. Soc. – 2007. – Vol. 18, N 2. – P. 384Chen, Y. L. Capillary zone electrophoresis for simultaneous determination of seven nonsteroidal anti-inflammatory drugs in pharmaceuticals / Y. L. Chen, S. M. Wu // Anal. Bioanal. Chem. – 2005. – Vol. 381, N 4. – P. 907-912.

122. Chowdary, K. P. R. A new spectrophotometric method for the determination of nimesulide / K. P. R. Chowdary, G. D. Rao, I. S. Babu // Indian Drugs. – 1997. – Vol. 34, N 7. – P. 396-398.

123. Chowdary, K. P. R. Spectrophotometric determination of nimesulide using 3-methyl-2-benzothiazolinone hydrazone hydrochloride reagent / K. P. R.

Chowdary, K. G. Kumar, G. Devala Rao // Indian Drugs. – 1999. – Vol. 36, N 3. – P.

185-188.

124. Comparison of urine and oral fluid as matrices for screening of thirtythree benzodiazepines and benzodiazepine-like substances using immunoassay and LC-MS(-MS) / B. E. Smink, M. P. M. Mathijssen, K. J. Lusthof [et al.] // J. Anal.

Toxicol. – 2006. – Vol. 30, N 7. – P. 478-485.

125. Comprehensive screening of anabolic steroids, corticosteroids, and acidic drugs in horse urine by solid-phase extraction and liquid chromatography-mass spectrometry / E. N. M. Ho, D. K. K. Leung, T. S. M. Wan, N. H. Yu // J. Chromatogr.

A. – 2006. – Vol. 1120, N 1/2. – P. 38-53.

126. Darius, J. Validated method for the therapeutic drug monitoring of flunitrazepam in human serum using liquid chromatography-atmospheric pressure chemical ionization tandem mass spectrometry with anion trap detector / J. Darius, P. Banditt // J. Chromatogr. B. Biomed. Sci. Appl. – 2000. – Vol. 738, N 2. – P. 437De Carvalho, D. Measurement of plasma clonazepam for therapeutic control: a comparison of chromatographic methods / D. De Carvalho, V. L. Lanchote // Ther. Drug Monit. – 1991. – Vol. 13, N 1. – P. 55-63.

128. Detection of benzodiazepine and other psychotropic drugs in human hair by GC/MS / M. Yegles, F. Mersch, R. Wennig // Forensic Sci. Int. – 1997. – Vol. 84.

– P. 211-218.

129. Determination and validation of Nimesulide in pharmaceutical formulations by near infrared spectroscopy / W. F. C. Rocha, A. L. Rosa, J. A.

Martins, R. J. Poppi // J. Braz. Chem. Soc. – 2010. – Vol. 21, № 10. – P. 1929-1936.

130. Determination of clonazepam and 7-aminoclonazepam by GC-ECD in human plasma and urine samples / L. M. Xing, J. Y. Tan, L. J. Yao [et al.] // Fenxi Shiyanshi. – 2003. – Vol. 22, N 1. – P. 28-31.

131. Determination of nimesulide and its active metabolite in plasma samples based on solvent deproteinization and HPLC-DAD analisys / I. Sora, T. Galaon, V. David, A. Medvedovici // Revue Roumaine de Chimie. – 2007. – Vol. 52, N 5. – P. 499-507.

132. Determination of the metabolites of nimetazepam and nitrazepam in rat urine using gas chromatography and mass spectrometry / Z. W. Pan, K. J. Huang, C. W. Lin [et al.] // Fenxi Ceshi Xuebao. – 2008. – Vol. 27, N 8. – P. 881-884.

133. Development and validation of a reversed-phase liquid chromatographic method for separation and simultaneous determination of COX-2 inhibitors in pharmaceuticals and its application to biological fluids / R. N. Rao, S. Meena, D. Nagaraju, A. R. R. Rao // Biomed. Chromatogr. – 2005. – Vol. 19, N 5. – P. 362Dhir, A. Neuroprotective effect of nimesulide, a preferential COX- inhibitor, against pentylenetetrazol (PTZ)-induced chemical kindling and associated biochemical parameters in mice / A. Dhir, P. S. Naidu, S. K. Kulkarni // Seizure. – 2007. – Vol. 16. – P. 691-697.

135. Differential inhibition of superoxide, hydroxyl and peroxyl radicals by nimesulide and its main metabolite 4-hydroxynimesulide / M. R. Facino, M. Carini, G. A. Aldini [et al.] // Arzneimittel-Forschung. – 1995. – Vol. 45, N 10. – P. 1102Direct derivative spectrophotometric determination of nitrazepam and clonazepam in biological fluids / F. Randez-Gil, J. A. Daros, A. Salvador, M. De la Guardia // J. Pharm. Biomed. Anal. – 1991. – Vol. 9, N 7. – P. 539-545.

137. Dodoff, N. I. Conformational and vibrational analysis of N-3pyridinylmethanesulfonamide / N. I. Dodoff // Int. J. Vibr. Spec. – 2000. – Vol. 4, N 3.

138. Dogrukol-Ak, D. A capillary zone electrophoretic method for the determination of nimesulide in pharmaceutical preparations and serum / D. DogrukolAk, M. Tuncel, H. Y. Aboul-Enein // J. Sep. Sci. – 2001. – Vol. 24, N 9. – P. 743-748.

139. Dussy, F. Quantitative Bestimmung von Benzodiazepinen mittels LC-MS / F. Dussy, C. Hamberg, Th. Briellmann // T+K. – 2003. – Vol. 70, N 3. – P. 164-172.

140. Effect of Nimesulide proliferation and apoptosis of human hepatoma SMMC-7721 cells / G. Tian, J.-P. Yu, H.-S. Luo [et al.] // World J. Gastroenterol. – 2002. – Vol. 8, N 3. – P. 483-487.

141. Effects of nimesulide and its reduced metabolite on mitochondria / F. E. Mingatto, A. Cardozo dos Santos, T. Rodrigues [et al.] // Br. J. Pharmac. – 2000.

– Vol. 131, N 6. – P. 1154-1160.

142. Effects of the European restrictive actions concerning nimesulide prescription: a simulation study on hepatopathies and gastrointestinal bleedings in Italy / M. Venegoni, R. Da Cas, F. Menniti-Ippolito, J. Traversa // Ann. Ist. Super.

Sanita. – 2010. – Vol. 46, N 2. – P. 153-157.

143. Facino, R. M. Antioxidant activity of nimesulide and its main metabolites / R. M. Facino, M. Carini, G. Aldini // Drugs. – 1993. – Vol. 46, N 1. – P. 15-21.

144. Fast separations on monolithic silica columns: method transfer, robustness and column ageing for some case studies / A. M. van Nederkassel, A.

Aerts, A. Dierick [et al.] // J. Pharm. Biomed. Anal. – 2003. – Vol. 32, N 2. – P. 233Fatal hepatotoxicity secondary to nimesulide / G. Merlani, M. Fox, H. P. Oehen [et al.] // Eur. J. Clin. Pharmacol. – 2001. – N 57. – P. 321-326.

146. Flow amperometric determination of pharmaceuticals with on-line electrode surface renewal / R. I. L. Catarino, A. C. L. Conceicao, M. B. Q. Garcia [et al.] // J. Pharm. Biomed. Anal. – 2003. – Vol. 33, N 4. – P. 571-580.

147. Formulation, evaluation and comparision of fast-dissolving tablet of nimesulide by using crospovidone as superdisintegrant / M. Nagar, S. K. Singhai, V. Chopra, K. Mandage // Int. J. Pharmaceut. Sci. Drug Res. – 2009. – Vol. 1, N 3. – P. 172-175.

148. Gaal Szabo, Z. Comparison of solid-phase and liquid - liquid extraction of diazepam and nitrazepam / Z. Gaal Szabo, S. Perneczki // Acta Pharm. Hung. – 1991.

– Vol. 61, N 5. – P. 239-245.

149. Giachetti, C. Determination of nimesulide and hydroxynimesulide in human plasma by high-performance liquid chromatography / C. Giachetti, A. Tenconi // Biomed. Chromatogr. – 1998. – Vol. 12, N 3. – P. 50-56.

150. Global Update / Nimesulide's nemesis // Indian Pediatrics. – 2003. – Vol.

40, № 2, P. 183-184.

151. Hackett, J. Extraction and analysis of clonazepam and 7aminoclonazepam in whole blood using a dual internal standard methodology / J.

Hackett, A. A. Elian // Forensic Sci. Int. – 2007. – Vol. 166, N 2/3. – P. 209-217.

152. Heat-gradient analytical technique for the simultaneous determination of some aromatic amines / E. K. Janghel, J. K. Rai, M. K. Rai, V. K. Gupta // J. Anal.

Chem. – 2008. – Vol. 63, N 2. – P. 157-161.

153. Hepatic disorders in patients treated with COX-2 selective inhibitors or nonselective NSAIDs: A case/Noncase analysis of spontaneous reports / D. SanchezMatienzo, A. Arana, J. Castellsague, S. Perez-Gutthann // Clin. Ther. – 2006. – Vol.

28, N 8. – P. 1123-1132.

154. Hepatotoxicity studies of nimesulide in litters of rat / P. B. Patel, T. K. Patel, S. Patni [et al.] // NJIRM. – 2011. – Vol. 2, N 1. – P. 16-21.

Determination of Nimesulide in Pharmaceutical Preparations / B. S. Nagaralli, J.

Seetharamappa, B. G. Gowda, M. B. Melwanki // J. Anal. Chem. – 2003. – Vol. 58, N 8. – P. 778-780.

156. High-performance liquid chromatography analysis of anti-inflammatory pharmaceuticals with ultraviolet and electrospray-mass spectrometry detection in suspected counterfeit homeopathic medicinal products / A. Panusa, G. Multari, G. Incarnato, L. Gagliardi // J. Pharm. Biomed. Anal. – 2007. – Vol. 43, N 4. – P.

1221-1227.

157. Honeychurch, K. C. Voltammetric behavior of nitrazepam and its determination in serum using liquid chromatography with redox mode dual-electrode detection / K. C. Honeychurch, G. C. Smith, J. P. Hart // Anal. Chem. – 2006. – Vol.

78, N 2. – P. 416-423.

158. HPLC determination of nimesulide in tablets by electrochemical detection / A. Alvarez-Lueje, P. Vasquez, L. J. Nunez-Vergara, J. A. Squella // Anal. Lett. – 1998. – Vol. 31, N 7. – P. 1173-1184.

159. Hydroxynimesulide, the main metabolite of nimesulide, prevents hydroperoxide/hemoglobin-induced hemolysis of rat erythrocytes / R. M. Facino, M. Carini, G. Aldini, M. T. Calloni // Drugs Exp. Clin. Res. – 1997. – Vol. 23, N 5/6.

– P. 157-165.

160. Improved high-performance liquid chromatographic assay for nimesulide / D. J. Jaworowicz, Jr. Filipowski, M. T. Filipowski, K. M. K. Boje // J. Chromatogr., B: Biomed. Appl. – 1999. – Vol. 723, N 1/2. – P. 293-299.

161. In Vitro Nimesulide Studies toward Understanding Idiosyncratic Hepatotoxicity: Diiminoquinone Formation and Conjugation / F. Li, M. D. Chordia, T. Huang, T. L. Macdonald // Chem. Res. Toxicol. – 2009. – Vol. 22, N 1. – P. 72-80.

162. Inhibition of neutrophil oxidative metabolism by nimesulide / F. Capsoni, E. Venegoni, F. Minonzio [et al.] // Inflamm. Res. – 1987. – Vol. 21, N 1/2. – P. 121Is nimesulide safe in a cardiovascular-Compromised patient? / S. Z. Rahman [et al.] // Eur. J. Pharmacol. – 2004. – Vol. 36, N 4. – P. 252-253.

164. Iдентифiкацiя та визначення деяких похiдних 1, 4-бенздiазепiну в бiологичному матерiалi / А. Ф. Фартушний, Е. Б. Мужановський, А. П. Сухiн та ін. // Фармацевтичний журнал. – 1986. – № 5. – С. 47-50.

165. Kale, V. M. Nimesulide-Induced Electrophile Stress Activates Nrf2 in Human Hepatocytes and Mice but Is Not Sufficient to Induce Hepatotoxicity in Nrf2Deficient Mice / V. M. Kale, C. J. Hsiao, U. A. Boelsterli // Chem. Res. Toxicol. – 2010. – Vol. 23, N 5. – P. 967-976.

166. Khaksa, G. Rapid and sensitive method for determination of nimesulide in human plasma by high-performance liquid chromatography / G. Khaksa, N. Udupa // J. Chromatogr., B: Biomed. Appl. – 1999. – Vol. 727, N 1/2. – P. 241-244.

167. Kovakov, P. Photochemical stability of nimesulide / P. Kovkov, M. Mokr, J. Klime // J. Pharm. Biomed. Anal. – 2003. – Vol. 31, N 4. – P. 827-832.

168. Lakshimi, C. S. R. Spectrophotometric estimation of nimesulide and its formulations / C. S. R. Lakshimi, M. N. Reddy // Microchim. Acta. – 1999. – Vol.

132, N 1. – P. 1-6.

169. Lakshimi, C. S. R. Fluorimetric determination of nimesulide with N-(1naphthyl)ethylenediamine / C. S. R. Lakshimi, M. N. Reddy, P. Y. Naidu // Indian Drugs. – 1998. – Vol. 35, N 8. – P. 519-520.

170. Lethal poisoning with p-nitroaniline / A. Bakdash, M. Ganswindt, S.

Herre [et al.] // T+ K. – 2006. – Vol. 73, N 2. – P. 61-65.

171. Lin, Z. Procedure for verification of flunitrazepam and nitrazepam intake by gas-chromatographic - mass-spectrometric analysis of urine / Z. Lin, O. Beck // J. Pharm. Biomed. Anal. – 1995. – Vol. 13, N 4/5. – P. 719-722.

172. Ling, X. HPLC simultaneous determination of phenobarbital, nitrazepam, vitamin B6 and chlorphenamine maleate in compound phenobarbital, nitrazepam and chlorphenamine tablets / X. Ling, Z. M. Xu, D. J. Chen // Yaowu Fenxi Zazhi. – 2009.

– Vol. 29, N 3. – P. 384-386.

173. Lithim poisoning and the use of nimesulide / M. Bocchia, G. Bertola, D. Morganti [et al.] // Recenti Prog. Med. – 2001. – Vol. 92, N 7/8. – P. 462.

174. Maltese, A. Rapid determination of nimesulide in rabbit aqueous humor by liquid chromatography / A. Maltese, F. Maugeri, C. Bucolo // J. Chromatogr., B:

Anal. Technol. Biomed. Life Sci. – 2004. – Vol. 804, N 2. – P. 441-443.

175. Mass-spectrometric characterization and HPLC determination of the main urinary metabolites of nimesulide in man / M. Carini, G. Aldini, R. Stefani [et al.] // J. Pharm. Biomed. Anal. – 1998. – Vol. 18, N 1/2. – P. 201-211.

176. Matyska, M. Quantitation of benzodiazepine hydrolysis products in urine using solid-phase extraction and high-performance liquid chromatography / M.

Matyska, W. Golkiewicz // J. Liq. Chromatogr. – 1991. – Vol. 14, N 14. – P. 2769Mokr M., HPLC analysis of a syrup containing nimesulide and its hydrolytic degradation product / M. Mokr, J. Klime, J. Pechov // Chemical Papers.

– 2010. – Vol. 64, N 3. – P. 405-408.

178. Mushtaq, Ahmed. Comparison of analgesic effects of nimesulide, paracetamol, and their combination in animal models / Mushtaq Ahmed, Prerna Upadhyaya, Vikas Seth // Microchim. Acta. – 2010. – Vol. 42, N 6. – P. 354-357.

179. Neonatal end-stage renal failure associated with maternal ingestion of cyclo-oxygenase-type-1 selective inhibitor nimesulide as tocolytic / L. Peruzzi, B. Gianoglio, M. G. Porcellini, R. Coppo // Lancet. – 1999. – Vol. 354, N 9190. – P. 1615.

180. Neuroprotective efficacy of nimesulide against hippocampal neuronal damage following transient forebrain ischemia / E. Candelario-Jalil, D. lvarez, A. Gonzlez-Falcn [et al.] // Eur. J. Pharmacol. – 2002. – Vol. 453, N 2/3. – P. 189Neutrophil- and Myeloperoxidase-Mediated Metabolism of Reduced Nimesulide: Evidence for Bioactivation / M. Yang, M. D. Chordia, F. Li [et al.] // Chem. Res. Toxicol. – 2010. – Vol. 23, N 11. – P. 1691-1700.

182. New ultra-violet spectrophotometric method for the estimation of nimesulide / S. Chandran, S. Saggar, K. P. Priya, R. N. Saha // Drug Dev. Ind. Pharm.

– 2000. – Vol. 26, N 2. – P. 229-234.

183. Nimesulide and renal impairment / R. Leone, A. Conforti, E. Ghiotto [et al.] // Eur. J. Clin. Pharm. – 1999. – Vol. 55, N 2. – P. 151-154.

184. Nimesulide inhibits proliferation via induction of apoptosis and cell cycle arrest in human gastric adenocarcinoma cell line / J.-Y. Li, X.-Z. Wang, F.-L. Chen [et al.] // World J. Gastroenterol. – 2003. – Vol. 9, N 5. – P. 915-920.

185. Nimesulide sc-200623: Material safety data sheet / Santa Cruz biotechnology (Canada). – Santa Cruz : CHEMWATCH, 2010. – 10 р.

186. Nimesulide toxicity in dogs / N. Ramesh, K. Jayakuma, K. Narayana [et al.] // Ind. J. Pharmacol. – 2001. – N 33. – P. 217-218.

187. Nimesulide. Substance // European pharmacopoeia 6.0 (Strasbourg). – 2004. – N 1548. – P. 2506-2508.

188. Nimesulide: Restrictions in use and availability // Drug Information Bulletin. Drug Information Centre. Indian Pharmaceutical Association (Bengal Branch). – 2010. – Vol. 4, N 20. – P. 1-4.

189. Nimesulide-induced acute biliary tract injury and renal failure in a kitten:

a case report / M. K. Borku, M. Guzel, M. C. Karakurun [et al.] // Veterinarni Medicina. – 2008. – Vol. 53, N 3. – P. 169-172.

190. Nimesulide-induced acute hepatitis / E. Cholongitas, D. Coulenti, K. Petraki, G. V. Papatheodoridis // Ann. Gastroenterol. – 2003. – Vol. 16, N 4. – P.

359-362.

191. Nimesulide-induced acute hepatitis / W. Sbeit, N. Krivoy, M. Shiller [et al.] // Ann. Pharmacother. – 2001. – N 35. – P. 1049-1052.

192. Nimesulide-induced acute hepatitis: evidence from six cases / W. Van Steenbergen, P. Peeters, D. De Bondt Staessen [et al.] // J. Hepatol. – 1998. – N 29. – P. 135-141.

193. Nimesulide-induced fulminant hepatitis / O. zgr, A. Hacihasanolu, S. S. Karti, E. Ovali // Turk. J. Gastroenterol. – 2003. – Vol. 14, N 3. – P. 208-210.

194. Nimesulide-induced hepatotoxicity and fatal hepatic failure / H. H. Tan, W. M. C. Ong, S. H. Lai, W. C. Chow // Singapore Med. J. – 2007. – Vol. 48, N 6. – P. 582-585.

195. Nonzioli, A. High-performance liquid-chromatographic method for the determination of nimesulide and its impurities / A. Nonzioli, G. Luque, C. Fernandez // J. High Resolut. Chromatogr. – 1989. – Vol. 12, N 6. – P. 413-416.

196. Pat. 3840597 United States of America, IPC C07C143/74. Substituted 2phenoxy alkanesulfoanilides / George G. I. Moore, Birchwood Kenneth, Joseph Kenneth; assignee Riker laboratories, inc., Northridge, California, USA – № 268606 ;

filed 03.07.72 ; stated 08.10.74. – 8 p. no dr.

197. Pat. 5283261 United States of America, IPC A61K31/18. Use of nimesulide in the treatment of cataract / Filippo Drago ; assignee LPB Instituto Farmaceutico, Milan, – № 951405 ; filed 25.09.92 ; stated 01.02.94. – 3 p. no dr.

198. Pat. 5985930 United States of America, IPC A61K31/16. Treatment of neurodegenerative conditions with nimesulide / Giulio M. Pasinetti, Paul. S. Alsen ;

inventor and assignee Giulio M. Pasinetti, Paul. S. Alsen, N.Y., USA. – № 831402/ ; filed 01.04.97 ; stated 16.11.99. – 24 p. with dr.

benzodiazepines / V. B. Patil, M. S. Shingare // J. Planar Chromatogr. Mod. TLC. – 1993. – Vol. 6, N 6. – P. 497-498.

pharmaceutical dosage forms / V. B. Patravale, S. d'Souza, Y. Narkar // J. Pharm.

Biomed. Anal. – 2001. – Vol. 25, N 3/4. – P. 685-688.

201. Physicochemical Characterization and Dissolution Properties of Nimesulide-Cyclodextrin Binary Systems / B. N. Nalluri, K. P. R. Chowdary, K. V. R. Murthy [et al.] // AAPS PharmSciTech. – 2003. – Vol. 4, N 1, article 2. – P.

1-12.

202. Possible Nimesulide Induced GI bleed : A preventable Adverse Event / R. M. Sahasrabudhe, N. J. Gogtay, S. B. Bavdekar, N. A. Kshirsagar // J. Fluoresc. – 2007. – Vol. 17, N 5. – P. 512-521.

203. Potency ranking of methemoglobin-forming agents / C. French, S. Yaun, L. Baldwin [et al.] // J. Appl. Toxicol. – 1995. – Vol. 15, N 3. – P. 167-174.

204. Prasad, R. K. Simultaneous estimation and validation of drotaverine hydrochloride and nimesulide in tablet dosage form using reversed-phase HPLC / R. K. Prasad, R. Sharma // Der Pharma Chemica. – 2010. – Vol. 2, N 2. – P. 141-151.

205. Prasad, R. K. Spectrofotometric quantitative estimation and validation of nimesulide and drotaverine hydrochloride in tablet dosage form / R. K. Prasad, R.

Sharma // Int. J. Pharmaceut. Sci. Drug Res. – 2010. – Vol. 2, N 1. – P. 67-70.

206. Prevalence of alcohol and drugs among Norwegian motor vehicle drivers:

A roadside survey / H. Gjerdea, P. T. Normanna, B. S. Pettersena [et al.] // Accident Analysis & Prevention. – 2008. – Vol. 40, N 5. – P. 1765-1772.

207. Ptacek, P. Rapid and simple high-performance liquid chromatographic determination of nimesulide in human plasma / P. Ptacek, J. Macek, J. Klima // J.

Chromatogr., B: Biomed. Appl. – 2001. – Vol. 758, N 2. – P. 183-188.

208. Qiestad, E. L. Drug screening of preserved oral fluid by liquid chromatography-tandem mass spectrometry / E. L. Qiestad, U. Johansen, A. S. Cristophersen // Clin. Chem. – 2007. – Vol. 53, N 2. – P. 300-309.

209. Quantification of nimesulide in human plasma by high-performance liquid chromatography-tandem mass spectrometry. Application to bioequivalence studies / R. E. Barrientos-Astigarraga, Y. B. Vannuchi, M. Sucupira [et al.] // J. Mass Spectrom. – 2001. – Vol. 36, N 12. – P. 1281-1286.

chromatography: application to pharmacokinetic studies in man / B. Miljkovic, B. Brzakovic, I. Kovacevic [et al.] // J. Planar Chromatogr. Mod. TLC. – 2003. – Vol.

16, N 3. – P. 211-213.

211. Questions and answers on the review of systemic medicines containing nimesulide // European Medicines Agency. Science Medicines Health (London). – 2011. – N 382884. – P. 1-3.

212. Rahim, S. A. Spectrophotometric determination of aniline in aqueous solution by azo-dye formation with diazotized p-nitroaniline / S. A. Rahim, N. D.

Ismail, W. A. Bashir // Microchim. Acta. – 1986. – Vol. 90, N 5/6. – P. 417-423.

213. Rainsford, K. D. Nimesulide – a multifactorial approach to inflammation and pain: scientific and clinical consensus / K. D. Rainsford // Curr. Med. Res. Opin. – 2006. – Vol. 22, N 6. – P. 1161-1170.

214. Raman, B. Simultaneous estimation of nimesulide and paracetamol in tablets by reverse phase HPLC / B. Raman, D. Patil // Indian Drugs. – 2000. – Vol. 37, N 9. – P. 437-446.

215. Reduction of nitroaromatic compounds by NAD(P)H:quinine oxidoreductase (NQO1): the role of electron-accepting potency and structural parameters in the substrate specificity / L. Misiviien,. Anuseviius, J. arlauskas, N. nas // Acta Biochim. Pol. – 2006. – Vol. 53, N 3. – P. 569-576.

216. Revanasiddappa, N. A Facile Spectrophotometric Determination of Nitrite Using Diazotization with p-Nitroaniline and Coupling with Acetyl Acetone / N. Revanasiddappa, K. Kumar, M. Bilwa // Microchim. Acta. – 2001. – Vol. 137, N 3/4. – P. 249-253.

217. Robertson, M. D. High-performance liquid-chromatographic procedure for the measurement of nitrobenzodiazepines and their 7-amino metabolites in blood / M. D. Robertson, O. H. Drummer // J. Chromatogr. B, Biomed. Appl. – 1995. – Vol.

667, N 1. – P. 179-184.

218. Sane, R. T. Simultaneous determination of paracetamol, chlorzoxazone and nimesulide by HPTLC / R. T. Sane, M. Gadgil // J. Planar Chromatogr. Mod.

TLC. – 2002. – Vol. 15, N 1. – P. 76-78.

219. Schattner, A. Fatal hepatitis and renal failure during treatment with nimesulide / A. Schattner, N. Sokolovskaya, J. Cohen // J. Int. Medicine. – 2000. – N 247. – P. 153-155.

220. Screening for forensically relevant benzodiazepines in human hair by gas chromatography-negative ion chemical ionization-mass spectrometry / V. Cirimele, P. Kintz, B. Ludes // J. Chromatogr. B. Biomed. Sci. Appl. – 1997. – Vol. 700, N 1/2.

– P. 119-129.

221. Sellers, K. Fast, sensitive analysis of benzodiazepines by LC/MS/MS / K. Sellers // Clinical/Forensics. – 2008. – Vol. 1. – P. 20-21.

222. Separation and determination of nimesulide related substances for quality control purposes by micellar electrokinetic chromatography / C. K. Zacharis, P. D. Tzanavaras, M. Notou [et al.] // J. Pharm. Biomed. Anal. – 2009. – Vol. 49, N 2.

– P. 201-206.

223. Simultaneous determination of nimesulide and its impurities in pharmaceutical formulations by reserved-phase high-perfomance liquid chromatography / B. Tubi, B. Ivkovi, M. Zeevi, S. Vladimirov // Acta Chim. Slov.

– 2007. – Vol. 54. – P. 583-590.

224. Simultaneous determination of nimesulide and valdecoxib by micellar electrokinetic capillary chromatography method / S. L. Dalmora, M. Fronza, D. R. Nogueira [et al.] // J. Liq. Chromatogr. Relat. Technol. – 2007. – Vol. 30, N 17/20. – P. 2863-2877.

225. Simultaneous determination of nitrazepam and its metabolites in urine by micellar electrokinetic capillary chromatography / M. Tomita, T. Okuyama, S. Sato, H. Ishizu // J. Chromatogr., Biomed. Appl. – 1993. – Vol. 132, N 2. – P. 249-255.

226. Simultaneous quantitation of etoricoxib, salicylic acid, valdecoxib, ketoprofen, nimesulide and celecoxib in plasma by high-performance liquid chromatography with UV detection / V. V. Pavan Kumar, M. C. A. Vinu, A. V.

Ramani [et al.] // Biomed. Chromatogr. – 2006. – Vol. 20, N 1. – P. 125-132.

227. Simultaneous spectrophotometric estimation of nimesulide and chlorzoxazone in tablet dosage form / D. Mrinalini, A. Madgulkar, D. Juvale [et al.] // Indian Drugs. – 2001. – Vol. 38, N 11. – P. 576-579.

228. Sodium N-(Methylsulfonyl)-N-(4-nitro-2-phenoxyphenyl)sulfamate: A Water-Soluble Nimesulide Prodrug for Parenteral Use / S. Rapposelli, M. Digiacomo, S. Franchi [et al.] // Mol. Pharmaceutics. – 2010. – Vol. 7, N 5. – P. 1871-1876.

229. Souma, S. Species difference in the induction of hepatic CYP1A subfamily enzymes, especially CYP1A2, by 2-methoxy-4-nitroaniline among rats, mice, and guinea pigs / S. Souma, M. Sekimoto, M. Degawa // Arch. Toxicol. – 2006.

– Vol. 80, N 11. – P. 739-747.

230. Spectrophotometric determination of nimesulide through ion-pair complex formation with hexadecyltrimethylammonium bromide / M. Florea, C.-M.

Monciu, A. M. Laura, B. L. Gabriela // Farmacia. – 2008. – Vol. 56, N 6. – P. 639Stiborov, M. Nitroaromatic compounds: environmental pollutans with carcinogenic potential for humans / M. Stiborov // Chem. Listy. – 2002. – Vol. 96. – P. 784-791.

232. Su, B. Synthesis and Biological Evaluation of Novel Sulfonanilide Compounds as Antiproliferative Agents for Breast Cancer / B. Su, M. V. Darby, R. W. Brueggemeier // J. Comb. Chem. – 2008. – Vol. 10, N 3. – P. 475-483.

233. Syed, A. Chromatographic methods for determination of nimesulide and for stability studies / A. A. Syed, M. K. Amshumali, N. Devan // Acta Chromatogr. – 2002. – Vol. 12. – P. 95-103.

234. Synthesis and Biological Evaluation of Selective Aromatase Expression Regulators in Breast Cancer Cells / B. Su, S. Landini, D. D. Davis, R. W.

Brueggemeier // J. Med. Chem. – 2007. – Vol. 50, N 7. – P. 1635-1644.

235. Tablet Formulation Studies on Nimesulide and Meloxicam-Cyclodextrin Binary Systems / B. N. Nalluri, K. P. R. Chowdary, K. V. R. Murthy [et al.] // AAPS PharmSciTech. – 2007. – Vol. 8, N 2, article 36. – P. 1-12.

236. Tsaprounis, C. K. Simultaneous determination of carbamazepine and its major metabolites in human plasma and urine by HPLC / C. K. Tsaprounis, M. Kajbaf, J. W. Gorrod // J. Clin. Pharm. Ther. – 1991. – Vol. 16, N 4. – P. 257-262.

237. Tzanavaras, P. D. Validated high-throughput HPLC assay for nimesulide using a short monolithic column / P. D. Tzanavaras, D. G. Themelis // J. Pharm.

Biomed. Anal. – 2007. – Vol. 43, N 4. – P. 1483-1487.

238. Uncertainty related to the use of relative retention times in pharmaceutical analysis / P. Dehouck, D. Visky, Z. Kovcs [et al.] // LC GC Europe. – 2003. – Vol.

16, N 11. – P. 2-8.

239. Vaidya, V. V. Simultaneous assay of nimesulide and camylofine in pharmaceutical preparations using high performance liquid chromatography / V. V. Vaidya, M. Khanolkar, J. N. Gadre // Indian Drugs. – 2001. – Vol. 38, N 4. – P. 170-173.

240. Voltammetric study of nimesulide and its differential pulse polarographic determination in pharmaceuticals / A. Alvarez-Lueje, P. Vasquez, L. J. NunezVergara, J. A. Squella // Electroanalysis (N. Y.). – 1997. – Vol. 9, N 15. – P. 1209Westfall, B. B. Estimation of reduced degradation products in experimental trinitrotoluene poisoning / B. B. Westfall, M. J. Smith // Proc. Soc.

Experim. Biol. Med. – 1942. – Vol. 51. – Р. 122-131.

242. Wieboldt, R. Immunoaffinity Ultrafiltration with Ion Spray HPLC/MS for Screening Small-Molecule Libraries / R. Wieboldt, J. Zweigenbaum, J. Henion // Anal. Chem. –1997. – Vol. 69, N 9. – P. 1683-1691.

243. Xiang, G. Nitroaniline Isomers Interaction with Bovine Serum Albumin and Toxicological Implications / G. Xiang, C. Tong, H. Lin // J. Fluoresc. – 2007. – Vol. 17, N 5. – P. 512-521.

244. Zacharis, C. K. HPLC Separation of Nimesulide and Five Impurities using a Narrow-Bore Monolithic Column: Application to Photo-Degradation Studies / C. K. Zacharis, P. D. Tzanavaras // Chromatographia. – 2011. – Vol. 73, N 3/4. – P.

347-352.

245. Zarapkar, S. S. Simultaneous determination of nimesulide and chlorzoxazone in pharmaceutical dosage forms by reverse-phase high-performance liquid chromatography / S. S. Zarapkar, N. P. Bhandari, U. P. Halkar // Indian Drugs.

– 2000. – Vol. 37, N 10. – P. 469-473.

246. Zhu, Y. Determination of 7-aminonitrazepam, metabolite of nitrazepam, in urine by tert.-butyldimethylsilyl derivatization-gas chromatography-mass spectrometry / Y. Zhu, J. Y. Tan, Y. Q. Sun // Fenxi Huaxue. –2003. – Vol. 31, N 7. – P. 850-852.

ПРИЛОЖЕНИЕ

Рисунок 1 – ЯМР 1 Н спектр 4-нитроанилина Рисунок 2 – ЯМР 1 Н спектр нимесулида Рисунок 3 – ЯМР 1 Н спектр 4-А-2-ФФМСА Рисунок 4 – ЯМР 1 Н спектр 4-МСА-3-ФФА Рисунок 5 – ЯМР 1 Н спектр 4-Н-2-ФА Рисунок 6 – ЯМР 1 Н спектр 4-Г-2-ФФМСА Рисунок 8 – ИК-спектр нимесулида Рисунок 10 – ИК-спектр 4-МСА-3-ФФА Рисунок 12 – ИК-спектр 4-Г-2-ФФМСА Условные обозначения: НТЗ – нитразепам; 4-НА – 4-нитроанилин; НМ С – нимесулид; [НМ С] – 4-А-2-ФФМ СА;

АцНМС – 4-МСА-3-ФФА; 4Н2ФА – 4-нитро-2-феноксианилин; 4ОННМС – 4-Г-2-ФФМ СА Рисунок 13 – Диаграммы хроматографирования нимесулида и близких по структуре соединений в системах ацетон-гексан (А), ацетон-гептан (Б), ацетон-хлороформ (В), ацетондихлорэтан (Г) Условные обозначения: НТЗ – нитразепам; 4-НА – 4-нитроанилин; НМ С – нимесулид; [НМ С] – 4-А-2-ФФМ СА;

АцНМС – 4-МСА-3-ФФА; 4Н2ФА – 4-нитро-2-феноксианилин; 4ОННМС – 4-Г-2-ФФМ СА Рисунок 14 – Диаграммы хроматографирования нимесулида и близких по структуре соединений в системах ацетон-тетрахлорметан (А), ацетонитрил-хлороформ (Б), диоксанхлороформ (В), диоксан-гептан (Г) Условные обозначения: НТЗ – нитразепам; 4-НА – 4-нитроанилин; НМ С – нимесулид; [НМ С] – 4-А-2-ФФМ СА;

АцНМС – 4-МСА-3-ФФА; 4Н2ФА – 4-нитро-2-феноксианилин; 4ОННМС – 4-Г-2-ФФМ СА Рисунок 15 – Диаграммы хроматографирования нимесулида и близких по структуре соединений в системах этилацетат-гептан (А), этилацетат-бензол (Б), хлороформ-бензол (В), этилацетат-тетрахлорметан (Г) Условные обозначения: НТЗ – нитразепам; 4-НА – 4-нитроанилин; НМ С – нимесулид; [НМ С] – 4-А-2-ФФМ СА;

АцНМС – 4-МСА-3-ФФА; 4Н2ФА – 4-нитро-2-феноксианилин; 4ОННМС – 4-Г-2-ФФМ СА Рисунок 16 – Диаграммы хроматографирования нимесулида и близких по структуре соединений в системах метанол-хлороформ (А), метанол-бензол (Б), пропанол-2-диоксан (В), пропанол-2-бензол (Г) Условные обозначения: НТЗ – нитразепам; 4-НА – 4-нитроанилин; НМ С – нимесулид; [НМ С] – 4-А-2-ФФМ СА;

АцНМС – 4-МСА-3-ФФА; 4Н2ФА – 4-нитро-2-феноксианилин; 4ОННМС – 4-Г-2-ФФМ СА Рисунок 17 – Диаграммы хроматографирования нимесулида и близких по структуре соединений в системах пропанол-1-бензол (А), бутанол-1-гексан (Б), бутанол-1-бензол (В), бутанол-1-тетрахлорметан (Г) Условные обозначения: НТЗ – нитразепам; 4-НА – 4-нитроанилин; НМ С – нимесулид; [НМ С] – 4-А-2-ФФМ СА;