«Морфофункциональные изменения в организме животныхпод воздействием эраконда и крезацина 1 ...»

МИНИСТЕРСТВО СЕЛЬСКОГО ХОЗЯЙСТВА

РОССИЙСКОЙ ФЕДЕРАЦИИ

Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение

высшего профессионального образования

«Московская государственная академия ветеринарной медицины и биотехнологии имени К.И. Скрябина»

На правах рукописи

Шарафутдинова Анфиса Фаритовна

Морфофункциональные изменения в организме животныхпод воздействием эраконда и крезацина 1 06.02.01 - диагностика болезней и терапия животных; патология, онкология и морфология животных

ДИССЕРТАЦИЯ

на соискание ученой степени кандидата ветеринарных наук

Научный руководитель:

Заслуженный деятель науки РБ, доктор ветеринарных наук, профессор Байматов В.Н.

Москва – Содержание Список условных сокращений………………………………………..…... Введение……………………………………………………………………. 1. Обзор литературы ……………………………………………………... 1.1.Коррекция метаболизма природными БАД ………………………. 1.2. Использование эраконда в животноводстве и медицине ……….. 1.3. Влияние крезацина на морфофункциональные показатели у животных ………………………………………………………………… 2. Материалы и методы исследования ………………………………… 2.1. Методика определения изотопов урана в эраконде ………………. 2.2. Методика определения полония – 210, свинца – 210, висмута – 210 в пробе в эраконда

3. Результаты собственных исследований ………………………….….. 3.1. Морфологические изменения в организме крыс под воздействием эраконда и крезацина ……………………………………………………. 3.1.1. Содержание изотопов урана в пробе эраконда………………….. 3.1.2. Содержание полония – 210, свинца – 210, висмута – 210 в пробе эраконда …..………………………………………………………. 3.1.3. Воздействие эраконда и крезацина на организм телят…………. 4. Анализ и обсуждение полученных результатов …………………… Выводы………………………………………………………………..…. Сведения о практическом использовании научных результатов…..... Рекомендации по использованию научных выводов…………………. Список литературы……………………………………………………... Принятые сокращения СРО – свободно-радикальное окисление АО – антиоксиданты АОА – антиоксидантная активность АОС – антиоксидантная сиситема АлАТ – аланинаминотрансфераза АсАТ – аспартатаминотрансфераза ИрИОХ – Иркутский институт химии НСТ – нитросиний тетразоль ТБФ – трибутилфосфат БАД – биологически активная добавка ВИЖ – Всероссийский институт животноводства HF- фтористоводородная кислота HCl – соляная кислота HNO3 – азотная кислота Введение Актуальность проблемы. На сегодняшний день повышение резистентности организма, профилактика заболеваний, и как следствие – повышение продуктивности животных – является одной из основных задач сельского хозяйства (Андреева, Н.Л., 1990). За последнее время для профилактики заболеваний сельскохозяйственных животных применяют биологически активные добавки. Они не являются альтернативой лекарственным средствам, которые, как известно, дорогие, а лечебный эффект вызывает и побочные реакции в организме животных. Биологически активные вещества улучшают обмен веществ в организме, повышают резистентность и, в конечном итоге, влияет на показатели массы тела (Андреева, Н.Л., 1990; Безин, А.Н.,1987…1996; Altman H., 1980). Для повышения общей резистентности организма применялись препараты женьшеня, элеутерококка, лимонника, эраконда (A.M.Багаутдинов, В.Н. Байматов, 2003; Campos G. R., Sabatier S., 1990).

Одними из эффективных добавок являются эраконд и крезацин (Безин А.Н., 1987….1996; Латыпов М.М.,2004; Волкова Е.С., Латыпов М.М., Курамшина А.Ф., Нарежняя И.Н., Байматов В.Н, 2004). Эраконд – экстракт растительной конденсированный, изготавливается из люцерны. Крезацин - является производным ароксиалкилкарбоновых кислот, действующее вещество ортокрезоксиуксусная кислота триэтаноламиновой соли. Он представляет собой белый кристаллический порошок, прекрасно растворимый в воде (Волкова Е.С., Латыпов М.М., Курамшина А.Ф., 2004).

Имеются сведения, что препарат, полученный путем конденсирования, эраконд, обладает гепатопротекторным, иммунотропным, ранозаживляющим, противоязвенным, анаболическим, нефропротекторным, противовоспалительным, антиоксидантным, антибактериальным, противовирусным действием (Байматов В.Н., 1997; Самотин А. М., 1999; Чудинова Т. П., 1999; Михайлов Н. К., 1999; Лукманова К.А., 2000). Крезацин является адаптогеном широкого спектра действия, повышает устойчивость живых организмов к длительному действию неблагоприятных факторов (Волкова Е.С., Латыпов М.М., Курамшина А.Ф.,2004).

Недостаточно литературных данных, посвященных изучению биологически активной добавки крезацина в животноводстве (Расулов М.М., Кузнецов И.Г., Белоусов А.А., Забозлаев А.Г., Воронков М.Г., 1993). Кроме того, целесообразно знать сравнительную оценку эраконда и крезацина и влияние на морфофункциональные изменения в организме животных (Безин А.Н., 1987….1996; Латыпов М.М.,2004; Волкова Е.С., Курамшина А.Ф., Нарежняя И.Н., Байматов В.Н, 2004). Это интересно, так как эраконд препарат растительного происхождения, а крезацин – химического (Михайлов Н.К., Чудинова Т.Н., Байматов В.Н.,2000; Латыпов М.М., 2004).

В связи с этим целью работы явилось сравнение эраконда и крезацина при действии на организм крыс и телят и выявление морфофункциональных изменений.

Для реализации цели были поставлены следующие задачи:

1. Установить влияние крезацина, эраконда c разной удельной активностью U; 210Po, 210Pb, 210Bi на морфофункциональное состояние организма крыс.

2. Выявить влияние крезацина и эраконда на морфофункциональное состояние организма телят.

3. Изучить действие крезацина и эраконда на гематологические показатели разных видов животных.

4. Определить биологическую и экономическую эффективность препаратов.

Научная новизна работы. Впервые в растительном препарате эраконд определена за 2007… 2009 годы удельная активность 232U, 234U, Pb, 210Bi. С учетом этого предложено новое объяснение механизма действия растительного препарата эраконд. Клиническими, биохимическими, морфологическими и гистологическими исследованиями было показано действие химического препарата крезацин в дозах 15 мг/кг, 20 мг/кг, 25 мг/кг массы на организм крыс. На телятах черно-пестрой породы в возрасте месяцев апробировано влияние растительного препарата эраконд в дозе 7, мг/кг массы и крезацина в дозе 15…20 мг/кг. Биохимическими, морфологическими, гистологическими исследованиями установлены особенности действия крезацина и эраконда на обмен веществ в организме животных, процессы пищеварения и использование питательных веществ. Правильное их применение ускоряет рост и развитие животных, повышает их продуктивность.

Теоретическая значимость. Впервые показано изменение поведенческих реакций у животных после применения БАД. Полученные данные по изменению клинических, этологических, морфологических и биохимических показателей под воздействием эраконда и крезацина дополняют и уточняют сведения о механизме изменения обмена веществ при стимуляции БАД.Механизм действия эраконда, вероятно, связан не только с его известными компонентами, но и наличием радионуклидов U, U, U; Po, Pb, Bi. Показаны структурные и функциональные изменениях в паренхиматозных органах крыс и телят под воздействием изученных препаратов, что важно для дальнейшего совершенствования технологии животноводства, так и предлагаемых БАД.

Практическая значимость. Впервые рекомендованы для повышения резистентности организма животных и стимуляции метаболизма у телят - гипотрофиков биологически активные добавки – эраконд и крезацин в дозах 7, мг/кг и 15…20 мг/кг соответственно. Установлено их влияние на процессы анаболизма и рост животных.

Данные показатели могут быть использованы для профилактики и лечения алиментарных гиповитаминозов, иммунодефицитных состояний, повышения энергии роста. Результаты исследований рекомендуем включить в учебный процесс ветеринарных и биологических факультетов при изучении патологической физиологии, терапии, радиоэкологии, а также использовать при написании учебников и учебных пособий.

Апробация работы и публикация результатов исследований. Основные положения работы доложены и обсуждены на научно-теоретических конференциях преподавателей и студентов Московской государственной академии ветеринарной медицины и биотехнологии имени К. И. Скрябина, на международной конференции по патофизиологии животных (СанктПетербург, 2006, 20011), конференции молодых ученых посвященной 90летию Московской государственной академии ветеринарной медицины и биотехнологии имени К. И. Скрябина (2009), первой международной конференции по биотехнологии (Уфа 2011). Основные результаты диссертационной работы доложены на расширенном заседании кафедры патологической физиологии имени В. М. Коропова (протокол №4 от 13 октября 2010 года) и ученых советах факультета ветеринарной медицины ФГБОУ ВПО МГАВМ и Б г. Москва (2007-2010). По материалам диссертации опубликовано 13 работ, в том числе три из них в рецензируемых научно-производственных трудах (2011) и журнале «Ветеринария», №7, 2006.

Объем и структура и объем диссертации. Текст диссертации изложен на 141 странице (без приложения) и состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов, результатов собственных исследований, обсуждения, выводов, практических предложений, списка литературы.

Работа иллюстрирована 17 таблицами, 53 рисунками. Библиографический список литературы включает 248 наименований, в том числе 80 иностранных авторов.

Основные положения, выносимые на защиту:

1. Ответная реакция крыс на введение различных доз крезацина (поведение, исследовательский рефлекс, ВКО).

2. Изменение морфологических и биохимических показателей у крыс под действием эраконда с определенной удельной активностью 232U, 234U, U; 210Po, 210Pb, 210Bi и различных доз крезацина.

3. Гематологические и биохимические показатели у телят-гипотрофиков после применения эраконда и крезацина.

4. Сравнительная эффективность препаратов различного происхождения крезацина и эраконда на крысах и телятах.

1.1. Коррекция метаболизма природными БАД За последнее время для профилактики заболеваний сельскохозяйственных животных все большее место отводят биологически активным добавкам (Безин А.Н., 1987….1996; Филимонов А.С., 2002; Латыпов М.М.,2004; Волкова Е.С., Латыпов М.М., Курамшина А.Ф., Нарежняя И.Н., Байматов В.Н, 2004; Alvizoun-Mimos M., 1992; Exterbauer H., 1990). Хотя некоторые авторы проводят исследования применительно к человеку, это отнюдь не противоречит современному положению роли биологически активных добавок в ветеринарии: «…Если мы десятилетиями будем выращивать капусту, а в землю вносить лишь фосфор, кальций, магний, калий, то мы, безусловно, лишим эту почву, а значит и овощи, всего остального. Человечество очень интенсивно это совершило. В некоторых случаях потери составляют до 95%. Все это произошло за 80 лет интенсивного ведения хозяйства. Какой же выход? Мы не можем уйти в тайгу, мы не можем выйти порыбачить в море, но мы обязаны, продолжая жить в тех же условиях, для сохранения своего здоровья принимать БАД, содержащие большое количество минералов, микроэлементов и других». Многие жизненно важные метаболические процессы протекают в организме с индукцией свободнорадикального окисления (СРО). В последние годы под влиянием неблагоприятных глобальных экологических факторов происходит нарастание свободных радикалов. Они обладают высокой химической активностью, повреждают биологические структуры. Свободные радикалы участвуют в поддержании гомеостаза, аккумуляции и биотрансформации энергии, обеспечивают защитные функции, влияют на иммунитет и так далее (Фархутдинов Р.Р., 2007; Emmrich E., 1962). Скорость СРО в организме поддерживается многоступенчатой антиоксидантной системой. Физиологическая значимость биоантиоксидантов в снижении активности процессов перекисного окисления липидов (Латыпов М.М.,2004; Волкова Е.С., Курамшина А.Ф., Нарежняя И.Н., Байматов В.Н., 2004; Exterbauer H., Waeg G., 1990;

Bendick A., 1993). Загрязнение окружающей среды ксенобиотиками, радиация, хронический стресс, снижение в рационе природных витаминноминеральных комплексов и антиоксидантов (АО) приводит к снижению естественной антиоксидантной активности (АОА) и вызывает изменение равновесного состояния свободно-радикального окисления в живом организме (Баймурзина Ю.Л., Галеев Р.К., Фархутдинов Р.Р., 2000). СРО активируется при употреблении консервированных продуктов, лекарственных препаратов, попадании в организм гербицидов, окиси углерода, тяжелых металлов, соединений хлора и т. д. Также его усиливает рентгеновское и электромагнитное излучение и микроволны, травмы, ранения, ожоги, высокие физические нагрузки. Действие неблагоприятных факторов приводит к нарушению СРО и развитию различных заболеваний. Для поддержания баланса и коррекции антиоксидантной системы (АОС) организма в профилактической и практической ветеринарии рекомендуется соблюдение норм кормления, а при необходимости использовать разнообразные антиоксидантные средства. Избыточное потребление синтетических антиоксидантов, к которым животные эволюционно не приспособлены, приводит к токсическому поражению различных органов, аллергизации организма (Баймурзина Ю.Л., Байматов В.Н., Фархутдинов Р.Р.,2000; Fuhrmann H., Sallmann H., 2000).

Одним из подходов к проблеме коррекции нарушений процессов СРО в организме является использование БАД природного происхождения.

Водные растворы эраконда обладают антиокислительной активностью, проявляющейся при довольно низких концентрациях. Доступность его, возможность использования в виде кормовых добавок обосновывают перспективность их широкого применения в лечебных и профилактических целях для коррекции свободно-радикального окисления (Лизунова А.С.,1998;

Баймурзина Ю.Л., Фархутдинов Р.Р., Шикова Ю.В.,2000; СтасититеБунявичене Д.С., 2002). Каротиноиды, витамин С и аминокислоты, содержащие свободные сульфгидрильные группы взаимодействуют с перекисными и свободными радикалами. Высокая биологическая активность жирных кислот в организме проявляется не изолированно, а в комплексе с другими биологически активными веществами. Антиоксидантная активность жирных кислот и флавоноидных соединений эраконда проявляется в том, что он связывает ионы тяжелых металлов, а также служит акцептором свободных радикалов, то есть способен их гасить (Вахонина Т.В., Милюкова Т.И., Вахонина Е.А., 1999).

Обобщая данные, приведенные выше, можно заключить, что рационы в настоящее время, недостаточно содержат антиоксиданты. Из-за их недостатка в организме происходят сильнейшие морфофункциональные изменения. Поэтому, очень важно контролировать их уровень в кормах. Эраконд богат биологически активными веществами (аминокислотами, углеводами, витаминами и микроэлементами), что открывает широкие возможности для его использования в ветеринарной практике. Особое значение приобретает при неполноценных и недоброкачественных рационах. Для исследования анти- и прооксидантных свойств эраконда в составе молока использовали метод регистрации хемилюминесценции (ХЛ) – свечения, возникающего при взаимодействии радикалов (Мамцев А.Н., Байматов В.Н., Козлов В.Н.,2007).

1.2. Использование эраконда в животноводстве и медицине Эраконд – экстракт растительной конденсированный, изготавливается из люцерны. Трава люцерны содержит много флавоноидов - биологически активных веществ с антиоксидантным действием. Препарат в настоящее время производится по ТУ 9197-001-73774057-05 и соответствует "Медикобиологическим требованиям и санитарным нормам качества продовольственного сырья и продуктов питания". Его получают путем экстракции дистиллированной водой измельченной массы люцерны с последующей термической обработкой под давлением, упариванием экстракта и сушкой концентрата (Безин А.Н., 1987….1996; Лукманова К. А.,2000; Латыпов М.М.,2004;

Волкова Е.С., Курамшина А.Ф., Нарежняя И.Н., Байматов В.Н, 2004). В этих работах было показано, что препарат эраконд при введении внутрь по классификации Измерова Н.Ф. с соавт. (1977) относится к малотоксичным (IV класс) веществам. Он также не обладает кожносенсибилизирующим, тератогенным и эмбриотоксическим действием (Киреева Р.М., 1996). Было установлено, что ЛД 50 препарата при внутрибрюшинном введении мышам составляет 2700 мг/кг, крысам 2600 мг/кг. Максимально переносимая доза при приеме внутрь составила 7500 мг/кг для мышей и крыс (Лукманова К.А., 2000). Также была изучена мутагенная активность эраконда в тесте Salmonella/микросомы и ДНК-повреждающая активность в SOS-хромотесте.

Препарат сам по себе, а также его возможные метаболиты в дозах до мкг/чашку не индуцируют генных мутаций в клетках Salmonella typhimurium.

У препарата эраконд в концентрациях до 38500 мкг/мл не обнаружена способность индуцировать в клетках Escherichia coli SOS-функции, что свидетельствует об отсутствии ДНК-повреждающей активности (Лукманова К.А.,2000).В состав эраконда входят флавоноиды, аминокислоты, моносахара, углеводы, уроновые кислоты, необходимые организму микроэлементы.

(Байматов В. Н., Царьков А. В., 2000…2006) указывают, что основной механизм действия эраконда связан с мембраностабилизирующим, противовоспалительным и антиоксидантным действиями. Поэтому фитопрепарат, добавляемый в корм животных, восстанавливает клеточный и гуморальный иммунитет, повышает факторы неспецифической резистентности. Вещества эраконда исключительно важны и обладают противовоспалительными, антиаллергическими, антивирусными, антиканцерогенными свойствами, а также способствуют выработке инсулина (Безин А.Н., 1987….1996; Латыпов М.М.,2004; Волкова Е.С., Курамшина А.Ф., Нарежняя И.Н., Байматов В.Н, 2004). Люцерна, входящая в состав, содержит много ферментов, улучшающих пищеварение, основная роль среди которых отводится бетаину. За большое содержание питательных веществ люцерна носит поистине заслуженное название "царицы трав". В народной медицине отвар люцерны используется очень широко: при лечении сахарного диабета и заболеваний щитовидной железы; как успокоительное средство; при желудочно-кишечных заболеваниях (особенно при болезнях желудка, как мягкое слабительное средство, а также для повышения аппетита). В сборах люцерна используется как противовоспалительное средство, а порошком из измельченной сухой травы присыпают раны как кровоостанавливающим (содержит витамин К) и ранозаживляющим средством. Препараты люцерны эффективны при лечении ревматических заболеваний. Благодаря естественному мочегонному эффекту, люцерна используется при лечении инфекций мочевыводящих путей. В литературе подчеркивается действие люцерны как природного "очистителя" организма-детоксикатора, очищающего печень и кровоток. В этом качестве люцерна используется в частности для лечения интоксикации алкоголем и продуктами его распада (Безин А.Н., 1987….1996; Латыпов М.М., 2004;Волкова Е.С., Курамшина А.Ф., Нарежняя И.Н., Байматов В.Н, 2004).

Детоксицирующее действие люцерны связывают с присутствием в ней органических кислот, а также хлорофилла. В США, где большое число фирм выпускают препарат из натуральной люцерны, она популярна при лечении лихорадки, простатита, аллергических реакций на растения, а чай с люцерной незаменим как природный тоник. Считается, что люцерна полезна при сердечно-сосудистых заболеваниях (в частности, за счет снижения уровня холестерина), после инсультов, а также как общеукрепляющее средство (Безин А.Н., 1987….1996; Латыпов М.М.,2004; Волкова Е.С., Курамшина А.Ф., Нарежняя И.Н., Байматов В.Н, 2004). Для спортсменов люцерна - хороший источник белка в сочетании с витаминами. Научные исследования показывают способность веществ, содержащихся в люцерне, снижать уровень холестерина, а также свойство содержащейся в люцерне непротеиновой аминокислоты подавлять размножение вирусов и рост клеток злокачественных опухолей.

Исследования, проведенные в противораковом институте США, показали, что люцерна способствует нейтрализации канцерогенов в пищеварительном тракте, обволакивая их и помогая вывести из организма. Имеются сведения, что она обладает многогранным действием на животных (Байматов В.Н., 1997; Самотин А. М. 1999; Чудинова Т. П., 1999; Михайлов Н. К., 1999;Лукманова К.А., 2000;). В работе Михайлова Н.К.(1999) показано, что пероральное применение 10% -ного раствора эраконда телятам бестужевской и черно-пестрой породы в дозах 2,5; 5,00; 7,50 мг/кг массы животного во всех случаях оказывает влияние на белковый обмен и функциональное состояние печени. Наиболее благоприятное действие на обмен веществ, общее состояние и развитие организма телят обоих пород оказывает доза 7,5 мг/кг. Так, Чудинова Т. П. (1999) указывает, что все малые дозы эраконда в большинстве случаев уменьшают содержание эритроцитов и только в 20-30% случаев увеличивают. Тогда как доза 7,5 мг/кг обладает стимулирующим действием, при этом увеличивая содержание лейкоцитов у телят разных пород. Волотко И. И., Бутакова Н. И. (1996) изучали влияние эраконда на неспецифические показатели резистентности бычков 6-ти месячного возраста черно – пестрой породы. Опытной группе телят препарат они вводили эндолимфотропно и эндолимфатически. Их исследования показали, что данный препарат воздействует на защитные функции организма за счет увеличения клеточных и гуморальных факторов естественной резистентности организма. Петров А.

А., Горелик О. В., Вагапов Р. Ф. (2003) в своем эксперименте телятам задавали эраконд в период перехода на грубые корма, установили, что телята опытных групп меньше заболевают вирусно-респираторными инфекциями. Сохранность поголовья была больше чем в контрольной группе. Немало работ посвящено изучению гепатопротекторной функции эраконда. Так, Багаутдинов А. М. (1999) в своей работе, проведенной на свиньях, показывает что 10%-ный раствор эраконда в дозе 0,05мл/кг массы свиней, введенный внутримышечно активизирует функцию гепатоцитов, их репарацию и в целом структуру печени. Другой автор, Рафиков Р.М. (1998), изучая действие эраконда и селенита натрия, пришел к выводу, что у свиней со спонтанным гепатозом через 10 дней после применения 10%-ного раствора эраконда липопротеиды с 0,1% увеличиваются до 6,75±4,06%, а через 30 дней до 15,10±2,12%. Хотя после применения 0,1%-ного раствора селенита натрия соответственно с 0,1 до 2,15±2,05% и 17,19±2,87%. Бурганов Х.Р. (1999) сравнивая три гепатопротектора – карсил, эраконд и селенит натрия на телятах выявил, что карсил не показал преимущества в сравнении с растворами эраконда и селенита натрия. Тогда как по экономическим показателям два первых препарата в 2-3 раза дешевле и доступнее для животноводов.

Хазимухаметова И. Ф., Пацек А. В. (1996) изучали влияние эраконда на клинико-гематологический статус и функциональное состояние печени при гепатозе у коров. Ими было установлено, что под влиянием данного препарата существенно улучшился клинический статус больных гепатозом коров, и нормализовалось функциональное состояние печени, хотя изменений морфологического состава крови не обнаружено, все оставалось в пределах физиологической нормы. Мустафина М.К. (2002) сравнивала препараты из листьев и семян эхинацеи пурпурной, володушки золотистой, травы зверобоя продырявленного, побегов винограда, семян, плодов хеномелеса, расторопши пятнистой, а также эраконда. Она установила, что наиболее выраженной и стойкой антиоксидантной активностью в модели на крысах, генерирующей образование активных форм кислорода, обладали расторопша пятнистая и эраконд.

Чернов Р.Н. (2001) изучая липопротеидный обмен у овец с экспериментальной нитратной интоксикацией, выявил, что в опытных группах раствора прополиса, эраконда и цветочной пыльцы стабилизирует -липопротеиды в сыворотке крови в пределах нормы, а к концу опыта даже стимулирует биосинтетические процессы. Однако, в группе без применения добавок уровень -липопротеидов повысился с 60,4±2,43% до 91,0±1,49% (через 42 дня) и оставался выше нормы до конца опыта. Этим же автором установлено что, наименьшее содержание в сыворотке крови АлАТ и АсАТ оказывается после применения овцам 10%-ного раствора прополиса, эраконда и цветочной пыльцы. В работе Шакировой С. М. (2001) по изучению морфофункциональной характеристики солнечного сплетения овец при экспериментальной нитратной интоксикации, указано, что при использовании 10 %-ного раствора долюцара (эраконда) в ядрах нейронов отмечается увеличение количества ядрышек и количества РНП - гранул. В большинстве нейронов увеличивается количество цистерн гранулярного эндоплазматического ретикулума в виде небольших групп, первичных и вторичных лизосом. В мантийной капсуле увеличивается количество органелл. В исследованных нервах, в отдельных волокнах отмечаются изменения деструктивного характера. Следует сказать, что Тихонова Н. А. (2002) изучала состояние сердца у свиней при патологии печени. Она выявила, при спонтанном гепатозе 10 % - ный раствор эраконда и полисолей микроэлементов оказывают влияние на биопотенциалы левых отделов сердца (электрическая ось отклоняется влево), селенит натрия и комплекс препаратов вызывает смещение электрической оси сердца вправо, что является косвенным признаком повышения биопотенциалов правых отделов сердца. Также ею установлено, что под влиянием 10 %-ного раствора эраконда, селенита натрия, полисолей микроэлементов у свиней со спонтанным гепатозом укорачивает интервал P-Q и Q-T с 10 дня опыта. Было сделано предположение, что препараты воздействуют на симпато-адреналовую систему, и как следствие - улучшают работу сердца. В своей работе Чернов Р. Н. (2001) показывает, что структурно–функциональные изменения в печени зависят от способов применения препаратов эраконда, прополиса и пыльцы. Наименьшее содержание в сыворотке крови АлАТ и АсАТ установлено после применения овцам комплекса препаратов. Следовательно, они обладают не только свойствами корригировать метаболизм у овец, но могут быть использованы как гепатопротекторы. Селунская Л. С. (1996) изучала вопрос влияния эраконда на клинико-биохимические показатели коров при остром послеродовом эндометрите. Был сделан вывод о том, что испытуемый препарат способствует позитивным изменениям в белковом, жировом, углеводном обменах веществ. Так, уровень мочевины в опытной группе за дней опыта понизился в 2 раза быстрее, чем в контрольной группе, а уровень креатинина, наоборот, повысился по сравнению с контролем в 2 раза.

В работе Миннияровой Л. В. (2001) показано, что у кур-бройлеров кросса «Смена 2» после применения 40 %-ного раствора эраконда в дозе 0, мл/кг живой массы через 30 дней относительный прирост в опыте составил в живой массе 114,28%, в убойной – 113,76%. В контроле живая масса – 105,68%, убойная – 104,08%. В этой же работе показано, что эраконд в дозе 0,75 мл/кг живой массы активизирует обменные процессы, что способствует быстрому наращиванию мышечной массы с одновременным торможением воспроизводительных функций организма. Галимова А.Ф. (2000) показала влияние эраконда на дыхательную и защитную функции крови кур. Результаты эксперимента свидетельствуют о том, что в период начала яйцекладки у кур-несушек происходят значительные изменения морфологических показателей крови, а именно: повышение количества эритроцитов на 7,4% - 20,8% - 15,8%, гемоглобина на 18,8% - 17,1% - 9,5% на 10, 20 и 30 сутки соответственно, незначительное снижение уровня СОЭ на 10 сутки уровень снизился на 11,8% по сравнению с контролем, на 20 сутки этот показатель увеличился на 18,1%, а к 30 суткам снова наблюдалось снижение на 14,3%. Уровень лейкоцитов к 10 суткам снижался на 18,3%, к 20 суткам этот показатель увеличился на 31,3%, Но к 30 суткам происходит снижение на 10,5% что связано с сезонными преобразованиями в организме птицы. Результаты, полученные в конце опыта, позволяют сделать выводы о том, что применение эраконда положительно влияет на дыхательную и защитную функцию крови, на окислительно-восстановительные процессы в организме кур-несушек.

Овчинников А. А., Лысенко Т. Д. (1996) изучали эффективность использования эраконда в кормлении кур-несушек. Определили, что оптимальной является доза 30 мг/кг живой массы. Так, по их данным, в опытной группе было получено 45,75 яиц против 33,3 яиц в контрольной группе за дней эксперимента. Было отмечено, что у птиц опытной группы самые низкие затраты корма: на 10 яиц – 2,6 кг. Багаутдинов А. М. (1999) исследуя экспериментальный и спонтанный гепатоз у свиней, также наблюдал изменения в живой массе животных. Живая масса свиней к концу опыта при спонтанном гепатозе составляла в 1 группе с 10 %-ным раствором эраконда, введенным внутримышечно в дозе 0,05 мл/кг – 81,67±1,20 кг, во 2 группе использовали селенит натрия в виде 0,1 %-ного раствора из расчета 0,01 мл/кг – 82,67±2,90 кг, в 3 группе задавали перорально полисоли микроэлементов из расчета 0,1 г/кг – 86,00±1,73 кг, в 4 группе использовали комплекс вышеперечисленных препаратов – 87,33±2,33кг, 5 группа служила контролем. При спонтанном гепатозе соответственно получены данные: 96,00±4,62;

90,00±2,08; 94,33±0,88; 97,60±1,53; 93,60±2,39 кг. Сунагатуллин Ф. А., Безин А. Н., Дивяшин С. А. изучали действие эраконда на течение раневого процесса у свиней. При местном применении 5%-ной мази эраконда на раневую поверхность, отмечали сглаживание признаков раневого воспаления и раны заживали без осложнений к исходу шестых суток. Овчинников А. А. (1996) исследуя химический состав и ветеринарно-санитарную оценку мяса свиноматок при скармливании эраконда, указывает, что препарат в течение всего периода супоросности и подсоса не оказывает влияния на ветеринарносанитарную оценку качества мяса и его химический состав. В работе, проведенной на серебристо-черных лисицах Котова Т. П. (2002) показала влияние эраконда на их живую массу. Автор установила, что постоянное использование фитопрепарата в рационах молодняка в дозе 20 мг/кг живой массы способствует ускорению темпов роста и развитию животных. Через 7 месяцев средняя живая масса самцов была на 5,7-7,0% выше, а самок – на 5,0-7,24% при сравнении с контрольной группой. Зверей из этих групп отличают также большая длина тела и обхват груди. Овчинникова Л. Ю., Пищаева Н. (1996) изучали фитопрепарат на воспроизводительные функции самок, сохранность и рост щенков вуалевого песца. Выяснили, что за 6 месяцев эксперимента щенки вуалевого песца имели наибольшую интенсивность роста: живая масса в конце эксперимента составила 5,34 кг, что на 410 г оказалась выше контрольной группы. Имеются данные Котовой Т. П. (2002) о влиянии эраконда на реактивность и продуктивные качества серебристо-черных лисиц. Так, можно встретить следующие закономерности: количество эритроцитов увеличивается на 8,0-11,4% по сравнению с контролем, концентрация гемоглобина на 8,9-12,9%, количество лейкоцитов на 12,5-14,7%; содержание общего белка в сыворотке крови лисиц из опытных групп повышается на 4,2-5,7%, при этом уровень альбуминовой фракции имеет тенденцию к незначительному увеличению (на 1,2-2,8%), а при постоянном применении фитопрепарата в дозе 10 мг/кг отмечается также возрастание уровня -глобулиновой фракции (на 15%); применение препарата способствует повышению содержания токоферола в сыворотке крови на 21,4-50%. Введение в рацион молодняка лисицы эраконда активизирует фагоцитоз; в крови лисиц опытных групп увеличивается количество активных фагоцитов на 12,3-27,7%, среднее количество поглощенных частиц на один фагоцит на 40-45%. Из этой же работы можно проследить, что препарат эраконд в дозах 10 мг/кг и 20 мг/кг массы тела животного оказывает положительное воздействие на развитие внутренних органов: печени, сердца, желудка, легких, почек, семенников, матки, что выражается в увеличении их массы и размеров по сравнению с аналогичными показателями в контроле. Включение эраконда в рацион лисиц маточного стада во время проведения гона способствует сокращению продолжительности данного производственного периода на сроки от 2 до 18 дней. Среди лисиц, получавших эраконд во время гона, отмечается покрытие самок до 100% против 86,7% в контроле. Количество благополучно ощенившихся животных возрастает на 6,7-13,4%; повышается плодовитость по сравнению с лисицами из контрольной группы. Как указывает Котова Т. П. (2002), эраконд в рационах молодняка лисицы позволяет увеличить размеры шкурок и качество их волосяного покрова, увеличивая длину и площадь полученных шкурок. Снижается дефектность шкурок во всех опытных группах на 12,5Шкурки лисиц опытных групп обладают наилучшим качеством волосяного покрова. Кроме того, имеются данные о роли фитопрепарата в пчеловодстве. Так, по данным Синицына В. М. (2005) подкормка пчел эракондом повышает яйценоскость матки на 27,8%, ускоряет развитие основных морфометрических показателей тела пчелы на 3,7-11,5%, способствует увеличению их летней активности на 32,7-39,0% и медпродуктивности на 41,7%.

Эраконд обладает детоксикационным свойством, уменьшая содержание в меде свинца на 50-70%, кадмия – на 40-60%. На основании полученных данных, автор указывает, что использование в качестве подкормки пчел эраконда позволяет повысить оплату подкормок продукцией на 41,7% в натуральном и на 33,4% - в стоимостном выражении. Мударисов Р. М. Юсупов Р. С.

(2003) изучали влияние эраконда на морфологические, биохимические показатели крови и длину основных типов волос у молодняка серебристочерной лисицы. Установлено, что включение в рацион серебристо-черных лисиц препарата эраконд способствует коррекции реактивности зверей, что проявляется изменением морфологических и биохимических показателей крови и увеличение средней длины направляющих, остевых и пуховых волос.

Особенно значительные изменения в длине волос отмечаются на шкурках самцов и самок из первой опытной группы, в которой животные получали препарат постоянно в дозе 10 мг/кг массы тела. Практически на всех изучаемых топографических участках шкурок животных этой группы волосы были длиннее по сравнению с контрольными показателями. Кроме того, следует отметить, что волосяной покров шкурок зверей из данной группы очень густой, пышный, блестящий и шелковистый, направляющие и остевые волосы полностью прикрывают пух, тогда как в контрольной и опытной группах отмечена некоторая разреженность кроющих волос на боках, их сеченность (Котова Т. П., Байматов В. Н. 2003; Андреева Н. Л. 1999). Представляют интерес данные о влиянии эраконда на коров больных эймериозом: однократное применение эраконда в дозе 5,0 мг/кг живой массы на фоне лечения больных эймериозом животных кокцидином обеспечивает повышение факторов неспецифической защиты организма (Гертман М. И. 1997). Поэтому при лечении больных эймериозом животных рекомендуется использовать иммуностимулирующий фитопрепарат эраконд на фоне применения кокцидиостатиков.

Анализ литературных данных применения эраконда в гуманной медицине показывает, после лечения ожоговой болезни заживление язв прошло в более короткие сроки (10-15 дней) по сравнению с больными контрольной группы (18-24 дней), где данный препарат не применялся. Болевой синдром купировался на 5-7 день, ригидность мышц в те же сроки. Заживление язв происходило в основном с образованием "нежных рубцов" или без таковых - 2 случая. В группе больных, получавших эраконд в сочетании с эндоскопическим орошением раствором эраконда язвенного дефекта, отмечалась тенденция к регрессу болевого синдрома в более ранние сроки (Новиков А.Н., Зарипов Ш.А., Фаткуллин М.Ф., Ихсанова Л.Ш.,2004). Сафонова В.

Ю. (2005) сообщает, что фракционированное внешнее -облучение в малых дозах вызывает изменения в функциональном пуле гемопоэза, что проявляется ранним достоверным уменьшением общего числа лейкоцитов и более поздним развитием эритропении. Наряду с этим отмечается умеренное понижение тиреоидного статуса. Применение препарата эраконд стабилизирует работу гемопоэза и положительно влияет на функциональную активность щитовидной железы при неоднократном облучении животных в малых дозах. Препарат эраконд, представленный для клинического внедрения, апробировался в ноябре 1995 г. в команде квалифицированных баскетболистов Кустанайской области (мужская сборная области). В дозе 1,0 г в день утром до еды в предсоревновательном периоде (3 недели) и в период соревнований чемпионата республики Казахстана среди команд лиги ( дней). Включение препарата эраконд в подготовке спортсменов к крупным соревнованиям в соревновательный период позволяет сохранить высокую работоспособность спортсменов, предупредить появление утомления и перенапряжения систем организма в период интенсивных физических и эмоциональных нагрузок и добиться спортивных результатов. Имеются данные использования эраконда в онкологии. Так, выявлен положительный эффект препарата при лечебной коррекции предраковых заболеваний у пациентов группы онкологического риска (Лукманова К. А. 2001; Байматов В. Н.

1999). В условиях Башкирского Республиканского онкологического диспансера препарат эраконд применяли при лучевой и химиотерапии рака пищевода, молочной железы, кожи, нижней губы, шейки матки, яичников, лимфогрануломатозе и др. При включении препарата эраконд в схему комбинированного лечения онкологических больных наблюдали органопротекторный эффект. Результаты экспериментальных и клинических испытаний показали, что препарат эраконд при лучевом воздействии достоверно препятствует развитию гематологических нарушений, лейко- и тромбоцитопении.

Он может быть рекомендован в качестве эффективного гепатопротектора при лучевой терапии онкологических больных. При применении эраконда в комплексе с химиотерапевтическими препаратами отмечается усиление клеточного звена иммунитета.

Результаты исследований позволяют говорить об органопротекторном действии препарата эраконд и его рекомендуют для профилактики токсического поражения печени при химиотерапии. Имеются данные о выпуске кисломолочных продуктов с добавлением эраконда (Байматов В. Н., Царьков А. В. 1999). Ряженка с эракондом помогает вывести из организма токсины и ионы тяжелых металлов, улучшает общее самочувствие и способствует замедлению процесса старения. Так, при добавлении эраконда в ряженку и кефир технологи утверждают, что повышаются защитные свойства организма, снижается количество простудных и вирусных заболеваний у детей и взрослых. Нормализуются обменные процессы, улучшается работа желудочно-кишечного тракта, повышается эмоциональный тонус человека. Отмечен антистрессовый эффект после применения препарата.

1.3. Влияние крезацина на морфофункциональные показатели животных Крезацин – орто-крезоксиацетат (2-оксиэтил) аммония – аммониевая соль ортокрезоксиуксусной кислоты. Молекулярная масса 315,39 дальтон; температура плавления 830 С. Период разложения в окружающей среде: в почве – суток; в воде – 11,4. Кристаллический порошок с желтоватым, кремовым или сероватым оттенком, хорошо растворимый в воде, обладающий специфическим вкусом. Крезацин относится к категории биологически активных веществ. Он разработан под руководством академика М.Г. Воронкова в Иркутском институте химии (ранее ИрИОХ) СО РАН. Препарат прошёл многочисленные испытания в различных регионах России и странах ближнего зарубежья (Расулов М.М., Кузнецов И.Г., Белоусов А.А., Забозлаев А.Г., Воронков М.Г., 1993; Гурьянов А. М., Петуненков С. М., 1997). Первоначально препарат крезацин разрабатывался исключительно как агрохимическое средство, однако в процессе испытаний было выявлено его действие и на животных, рыбах, насекомых и микроорганизмах. Было решено провести оценку его действия в качестве адаптогена для человека. Крезацин оказался очень эффективным средством и далее параллельно изучался как потенциальное лекарственное средство. Результатом многочисленных лабораторных и полевых испытаний стала регистрация крезацина в 1993 г. в качестве стимулятора роста и он был внесен в Федеральный реестр агрохимикатов (Расулов М.М., Кузнецов И.Г., Белоусов А.А., Забозлаев А.Г., Воронков М.Г., 1993). Препарат официально разрешён к применению на томатах, картофеле, зерновых культурах и винограде. Он оказывает стимулирующее действие на лён, подсолнечник, тыквенные культуры (огурцы, кабачки, арбузы и т. д.), перец, свеклу, горох, кукурузу, табак, яблоню. В 1994 г. препарат под названием трекрезан был зарегистрирован в Федеральном реестре лекарственных средств и был разрешён для применения человеком в качестве адаптогена. К сожалению, в силу сложившихся экономических обстоятельств препарат был необоснованно забыт, но сегодня он вновь занимает достойное место в ряду средств защиты растений и кормовых добавок. Он активизирует процесс биосинтеза белка и окислительно-восстановительные процессы в клетках, стимулирует процессы регенерации. Кроме того, препарат повышает устойчивость иммунной системы и нормализует витаминный обмен у животных (Расулов М.М., Кузнецов И.Г., Белоусов А.А., Забозлаев А.Г., Воронков М.Г., 1993). Крезацин утвержден и рекомендован к применению Минсельхозпродом России (наставление по применению №13 – 5 – 2/198 от 28.11.1994 г.

Рег.№10.07.173 – 94 овфп). Во всех случаях при применении препарата в рекомендованных количествах не отмечается побочных явлений и осложнений.

Противопоказаний к применению также не установлено. После применения препарата продукцию можно использовать без ограничений. Данный препарат по ГОСТ 12.1.007-76, малоопасен, не токсичен (ЛД50 = 3000… мг/кг). По 5 кг продукции в коробке из гофрокартона, в которой содержится 10 полиэтиленовых пакетов с 0,5 кг крезацина каждый. Срок годности порошкообразной формы – 5 лет; при хранении в складском помещении в дали от отопительных приборов, в защищенном от влаги и солнечных лучей месте при температуре не выше 35оС.

Крезацин, как кормовая добавка, по 15 мг активного вещества на 1 кг живой массы применяется с водой, молоком, обратом, кормом. Это высокоэффективный, экологически чистый, безвредный препарат нового поколения, который используется в животноводстве в качестве стимулятора ростовых процессов, иммунитета, молочной продуктивности и спермопродукции крупного рогатого скота, свиней, птиц и кроликов (Расулов М.М., Кузнецов И.Г., Белоусов А.А., Забозлаев А.Г., Воронков М.Г., 1993). В птицеводстве применяется в качестве кормовой добавки с целью повышения мясной и яичной продуктивности и общей неспецифической устойчивости, уменьшения падежа птицы. Молодняку птиц препарат применяют для повышения резистентности и ускорения роста с 2-3 дневного возраста ежедневно в дозе мг/кг массы, для кур и уток 10 мг/кг массы, для индеек в течение 30 дней или из расчета 70 мг на 1кг корма (куры, утки) и 140 мг на 1 кг (индейки). Применение крезацина при необходимости можно продолжить еще в течение дней в суточной дозе 5 мг/кг массы для всех видов птиц, через день. Птице всех возрастов препарат применяют для снижения последствий транспортного стресса 1-2 раза в день в разовой дозе 5 мг/кг массы в течение 2-х дней до перевозки. Курам-несушкам для повышения яичной продуктивности крезацин назначают ежедневно в дозе 5 мг/кг массы в течение 60 дней в осеннезимний период. Применение крезацина значительно повышает антистрессовую устойчивость цыплят, также при применении крезацина ощутимо уменьшается доля различных патологических явлений, вызванных стрессом.

Антистрессовые свойства препарата изучали научные сотрудники во Всероссийском сельскохозяйственном институте (опытное хозяйство, Московская обл.). В опыте использованы цыплята 23-дневного возраста. Опытная группа цыплят получала крезацин в дозе 5 мг/кг в течение 7 дней и далее подвергалась стрессу. В качестве стрессового воздействия использовали транспортировку цыплят на расстояние 100 км со сменой условий содержания (Расулов М.М., Кузнецов И.Г., Белоусов А.А., Забозлаев А.Г., Воронков М.Г., 1993).

Результаты учитывались на 8-ой день при воздействии стрессоров, в течение которых опытная группа цыплят получала крезацин. Антистрессовое действие препарата оценивали по степени изменения массы надпочечников, фабрициевой сумки, тимуса и селезенки.

Крезацин является адаптогеном широкого спектра действия, повышает устойчивость живых организмов к длительному действию неблагоприятных факторов: пониженной и повышенной температуры, пониженному содержанию кислорода, засушливости и многим другим (Расулов М.М., Кузнецов И.Г., Белоусов А.А., Забозлаев А.Г., Воронков М.Г., 1993; Гурьянов А. М., 1997). Крезацин безвреден для людей и животных, не проявляет канцерогенного, тератогенного, гонадотоксического, эмбриотоксического, мутагенного и аллергенного действия, не накапливается в организме. Крезацин применяется в небольшой дозировке, в виде кормовой добавки – 2-10 мг на кг живого веса, может добавляться к питью и кормам животных (Гурьянов А. М., Кяшкин А. В., Борин А. В., Петуненков С. В.,1993).

Универсальность действия крезацина некоторых исследователей ставит в тупик и вызывает необоснованные суждения. Его действие связано с тем, что препарат влияет не на уровне органов, а на более тонком – клеточном и задействует общие физиологические механизмы. Как указывает ряд авторов Гурьянов А. М., Кяшкин А. В., Борин А. В., Петуненков С. В. (1993) ведение свиноматкам биостимулятора крезацин в течение 10 дней до осеменения и в течение 5 дней после осеменения повышает оплодотворяемость, устойчивость поросят к заболеваниям и приводит к увеличению количества приплода и его веса. Повышается оплодотворяемость свиноматок на 20%; повышается рождаемость поросят на 60%; повышается вес приплода на 15%; повышается выживаемость поросят на 14%. Крезацин, добавляемый к корму поросят повышает среднесуточный прирост массы каждого поросенка откорма на 10и позволяет получать ежемесячно дополнительный привес 1 - 1,2 кг на каждого поросенка. Также при использовании крезацина у поросят ликвидируется зараженность трихоцефалезом (Гамко Л.Н.,2003). Применение крезацина увеличивает уровень обмена веществ в организме поросят, повышает в крови уровень гемоглобина и эритроцитов, что приводит к повышению их скорости роста за счёт более эффективного использования питательных веществ кормового рациона (Гамко Л.Н., 2003). По результатам опыта, проведённого на свинках крупной белой породы, от каждой свиноматки в опытной группе получено в среднем по 11 поросят, в контрольной — по 9 поросят (Гамко Л.Н., 2003). В течение 10 дней после опоросов в целом по контрольной группе погибло 9 поросят, что составило 10,7%; в опытной группе гибели поросят не наблюдалось. Масса приплода в опытной группе в среднем на одну свиноматку составил 11,1 кг; в контрольной — 9,6 кг. Методика применения крезацина в свиноводстве утверждена Министерством сельского хозяйства и продовольствия Республики Башкортостан. Ряд авторов, Устинова Н.Г., Скорнякова А.Б., Котов В.Н., утверждают, что добавление крезацина к корму овцематкам в течение 20 дней приводит к большей оплодотворяемости яйцеклеток и рождаемости - 154 ягнят на 100 овцематок. При этом увеличивается количество двоен и троен, а также снижается падеж ягнят в 2,5 раза.

Скармливание крезацина в течение 3 месяцев с 3,5 месячного возраста ежедневно приводит: к увеличению настрига шерсти на 8,2%; удлинению пуховых волокон до 40%; утоньшению переходного волоса на 1,1%; укреплению волокон на 5,4%. При скармливании крезацина в течение 2 месяцев с 4,5месячного возраста живая масса ягнят увеличивается за первый месяц на 4,3% и за второй месяц на 8% по сравнению с контролем. Крезацин, добавляемый в рацион птицы, оказывает положительное влияние на физиологические функции организма: повышает защитные силы, что сказывается на более высокой сохранности, процессах кроветворения и обмене веществ, повышая мясную и яичную продуктивность и общую неспецифическую резистентность (Гурьянов А. М., Петуненков В. А., Прытков Ю. Н., Дугушкин Н.

В., Вельматов А. П., 2001). Крезацин снижает падеж цыплят при проведении плановых профилактических мероприятий, способствует сохранению массы тела, повышает титр антител при вакцинации против инфекционного бронхита, бурсальной, ньюкаслской болезней, стабилизирует показатели углеводного, белкового и минерального обменов при несоответствии рациона технологическим нормам. Предъинкубационная обработка яиц водным раствором крезацина за 2 часа до инкубации положительно влияет на эмбриогенез. Выводимость цыплят повышается на 5%, вывод кондиционных цыплят на 2%. Цыплята из опытной группы крупнее и лучше развиты по сравнению с контрольными: масса печени больше на 0,6%, желудка – на 0,4%, а сердца – на 0,3%. Крезацин, добавляемый в рацион кур-несушек позволяет повысить сохранность стада (на 1,5—2,0%) и яйценоскость (на 3-7%) по сравнению с контролем, способствует увеличению живой массы птицы и улучшению категории тушек, химического состава мяса и яиц. Введение крезацина в рацион цыплят - бройлеров позволяет увеличить на сохранность стада и увеличить живую массу цыплят. По результатам промышленного испытания в ЗАО «Уралбройлер», проведенного в ноябре-декабре 2007 г., дополнительная выручка от применения крезацина (за счет большей сохранности, увеличения среднесуточного привеса и снижения расхода кормов) в расчете на 10000 голов составила 42360 руб (Кокорев, В.А., Арилов А.Н., Гурьянов A.M., Федин А.С., 1994). Расход препарата на 10000 голов составляет около 1 кг. Препарат универсален и может применяться при разведении кур, индеек, перепелов, гусей, уток, страусов и других. Применение крезацина в качестве кормовой добавки для птицы описано Наставлением Госагропрома СССР N 406 от 12.11.1987. Использование биостимулятора крезацин позволяет повысить среднесуточных привесов бычков на 12—16% при откорме бычков (Гурьянов А. М., 1999). Препарат добавляется в корм до достижения 6-месячного возраста. При откорме бычков с крезацином улучшаются и качественные показатели мяса. Масса мякоти увеличивается на 6%, содержание сухого вещества – на 2,3%, содержание протеина в мякоти возрастает на 3,4%, энергетическая ценность мякоти увеличивается на 4,9%. Мясо отличается большей влагоудерживающей способностью и меньшей увариваемостью.

Опыты проведены на бройлерах в возрасте от 1 до 60 дней в птицезаводе «Курганский» (Курганская область). Установлено повышение живой массы у бройлеров при скармливании крезацина в дозе 5 мг/кг. Крезацин приводит к увеличению живой массы цыплят и кур на 5-8%, снижению падежа и санитарного брака до 1,6 раза.

У цыплят в сыворотке крови после применения крезацина повышается содержание общего белка, и, – глобулинов, общего кальция, неорганического фосфора. Снижается падеж цыплят и увеличивается прирост живой массы. Проведенные опыты на ППС «Знаменский» Белебеевского района показали, что после профилактических мероприятий у кур усиливается иммуногенез, повышается титр антител к бурсальной болезни, инфекционному бронхиту, Ньюкаслской болезни (Волкова Е.С, Байматов В.Н., Латыпов М.М., 2007). В частности у кур повышается в крови содержание общего белка, общего кальция, неорганического фосфора. Происходит перераспределение фракций белка - незначительно повышаются и -глобулины, достоверно гамма-глобулины. Снижается падеж цыплят и на 3-5% повышается прирост живой массы (Байматов В.Н., Латыпов М.М., 1997). Полученные данные показывают, что крезацин обладает многосторонним влиянием на оргнизм птиц. У кур усиливается иммуногенез, повышается титр антител к вышеназванным заболеваниям. Проведенные плановые профилактические вакцинации против инфекционной бурсальной болезни и инфекционного бронхита кур, показали, что крезацин способствует большей приспособляемости организма к данной манипуляции. У цыплят, после применения крезацина, в сыворотке крови изменяется содержание общего белка, и, – глобулинов, общего кальция, неорганического фосфора. У кур опытной группы это отмечается меньшая потеря массы птиц. Во-вторых, активируется система иммуногенеза и в результате чего, титры антител на данные заболевания повышаются. Наибольшая разница по этому показателю отмечена в период 35дня. При этом снижается падеж цыплят и увеличивается прирост живой массы (Волкова Е.С., Байматов В.Н., Латыпов М.М.,2007). Показано, что в период опыта в контрольной группе птиц титр антител против болезни Ньюкасла ниже на 5,5 - 12,5% по сравнению с опытной. Аналогичную реакцию авторы отмечали при вакцинации кур против инфекционной бурсальной болезни, где разница титра составляла до 16,6%. Однако существенной разницей было то, что титр антител повышается у птиц с 18 дня опыта до 80. Затем он стабилизируется к 100 дню опыта на прежнем уровне. Сходная динамика антител выявлена после вакцинации к инфекционному бронхиту. Соответственно изменялась в этих группах и живая масса. Причем разница в период опыта она была достоверной и к концу опыта составляла до 60-70 грамм, превышая технологические нормы для кур данной породы. До 25-30 дня гибель цыплят в обеих группах составляет до 300 голов (Волкова Е.С., Байматов В.Н., Латыпов М.М.,2007). Однако с 35 до 95 дня жизни отмечается существенная разница. Так в контрольной группе падеж на 50-100 голов был больше, по сравнению с опытом. Установлено, что структура легкого у птиц контрольной группы имела выраженные гистологические изменения. Прежде всего, определялся застой крови в кровеносных сосудах легкого, при этом кровеносные сосуды сильно расширены, в их просвете было много форменных элементов крови, определялся отек переваскулярной зоны, а также эмиграция лейкоцитов через мелкие кровеносные сосуды. По ходу бронхов имелись скопления лимфоцитов, тогда как вокруг альвеол, в интерстециальной соединительной ткани, клетки крови располагались диффузно.

В просвете бронхов выявлялись форменные элементы крови и слущенные эпителиальные клетки, иногда с небольшими скоплениями (Волкова Е.С., Байматов В.Н., Латыпов М.М.,2007). Бронхи сопровождаются кровеносными сосудами с резко выраженным застоем крови, прежде всего в просвете кровеносных сосудов скапливаются эритроциты, формируя закупорку. Артериальная и венозная гиперемия легкого сопровождается отеком интерстициальной соединительной ткани (Байматов В.Н., Латыпов М.М.,1997). В расширенных кровеносных сосудах происходит замедление кровотока, что приводит к нарушению реологических свойств крови, диапедезу эритроцитов. В результате застоя крови и легочного отека интерстициальной ткани уменьшается количество и диаметр альвеол легкого, в некоторых участках просвета бронхов выявляются слущенные эпителиальные клетки, разрушающиеся форменные элементы крови и тканевая жидкость, что создает затруднение дыхательной функции легкого. Все перечисленные изменения указывают на развитие воспалительного процесса. У птиц получавших крезацин в легких практически исчезает полнокровие, застой и отек. При добавлении в корм крезацина в легких птиц нормализуется кровообращение, и восстанавливаются все гистологические особенности (Байматов В.Н., Латыпов М.М., 1997). У птиц контрольной группы в сердце кардиомиоциты и проводящая система сердца в основном была без существенных изменений. Крупные кровеносные сосуды, прежде всего венозная часть, расположенные в миокарде сердца характеризовались полнокровием и плотным расположением форменных элементов крови, что создавало угрозу нарушения кровообращения сердца. У птиц опытной группы, после применения крезацина, в сердце встречались небольшие очаги скопления форменных элементов крови, они были в рыхлой соединительной ткани между кардиомиоцитами. Под эпикардом застойные явления выражены в большей степени (Байматов В.Н., Латыпов М.М., 1997). В тонком кишечнике птиц не обнаруживали каких – либо изменений. Кислые гликозаминогликаны в гепатоцитах опытной группы птиц проявляли высшую реакцию, они распределялись равномерно по всей цитоплазме клеток. Крупные кровеносные сосуды, сопровождались слабо развитой соединительной тканью и проявляли слабую реакцию (Байматов В.Н., Латыпов М.М., 1997). Гликоген в гепатоцитах печени имел слабую реакцию, мелкие гранулы распределялись равномерно по всей цитоплазме, тогда как ядра гепатоцитов имели слабую реакцию на гликоген. Крупные кровеносные сосуды, сопровождаемые рыхлой соединительной тканью, проявляли высшую реакцию на гликоген (Расулов М.М., Кузнецов И.Г., Белоусов А.А., Забозлаев А.Г., Воронков М.Г., 1993). В селезенке птиц контрольной группы была отмечена высшая реакция на кислые гликозаминогликаны во всех лимфоидных клетках как белой, так и красной пульпы. Гладкие мышечные клетки и соединительная ткань крупных кровеносных сосудов имеют слабую реакцию на кислые гликозаминогликаны за исключением эндобластоцитов, где реакция высокая (Байматов В.Н., Латыпов М.М.,1997). Кислые гликозаминогликаны у птиц контрольной группы выявляются во всех тканевых структурах альвеол и бронхах в умеренном количестве, в мышечной оболочке кровеносных сосудов реакция слабая, тогда как в эндобластоцитах высшая. В легких гликоген определялся в умеренном количестве в альвеолах и бронхиолах, тогда как в соединительнотканных перегородках реакция на гликоген высшая (Байматов В.Н., Латыпов М.М.,1997). В тонкой кишке птиц контрольной группы кислые гликозаминогликаны определялись во всех тканевых структурах в разной интенсивности. Высокая реакция отмечается в апикальных концах эпителиальных клеток, как ворсинок, так и крипт, остальные тканевые структуры слизистой, мышечной и серозной оболочек проявляют умеренную реакцию (Расулов М.М., Кузнецов И.Г., Белоусов А.А., Забозлаев А.Г., Воронков М.Г., 1993).

В тонкой кишке опытной группы птиц гликоген выявлялся во всех тканевых структурах. Прежде всего, высокая реакция определяется в апикальной половине эпителиоцитов слизистой оболочки, тогда как рыхлая соединительная ткань слизистой оболочки тонкой кишки проявляет умеренную реакцию. В тоже время мышечная оболочка с высокой реакцией и серозная – умеренная (Байматов В.Н., Латыпов М.М.,1997).

У птиц получавших крезацин в селезенке увеличивался общий объем белой пульпы за счет уменьшения красной пульпы. Отмечается увеличение размера и плотности расположения лимфоцитов белой пульпы. Лимфатические узелки имели плотное расположение лимфоцитов, межартериальные лимфатические влагалища так же отчетливо выявляются, тогда как маргинальные зоны белой пульпы птиц не выявляются. Венозные синусы заполнены форменными элементами крови, основную их массу составляют лимфоидные клетки наряду с эритроцитами и тромбоцитами. В красной пульпе особенно хорошо развиты селезеночные тяжи, состоящие из лимфоцитов, макрофагов, плазматических клеток, тромбоцитов и эритроцитов. Как известно массовые токсикозы у птиц в первую очередь подавляют, или ослабляют иммунную систему, нарушают функцию иммуннокомпетентных клеток (Волкова Е.С., Байматов В.Н., Латыпов М.М.,2007).

Крезацин в весеннее время года приводит к активизации половой активности бычков – повышается активность бычков-производителей на 35%, возрастает оплодотворяющая способность спермы на 20%, резистентность спермиев на 60—70% (Орлов П.П., 2003). Введение крезацина в разбавитель спермы быков повышает интенсивность движения сперматозоидов в течение 72—100 ч. Крезацин применяется с целью снижения яловости коров, повышая оплодотворяемость коров до 100%. Крезацин вызывает стимуляцию созревания премордиальных фолликулов яичников, не оказывает отсроченного противозачаточного действия, не вызывает абортов и уродств плодов как в последующих беременностях, так и при достижении половозрелого возраста у потомства, родившегося от опытных животных во втором и третьем поколении (Орлов П.П., 2003). Крезацин стимулирует эмбриональное развитие при различных сроках беременности, в том числе при несбалансированном рационе. Препарат также оказывает положительное влияние на коров с дисфункцией яичников. Дача крезацина дойным коровам увеличивает на 15% суточные надои, жирность молока возрастает на 0,3—0,5%. Эффект по увеличению надоев проявляется уже на 4—5 день от начала применения. У новорожденных телят, больных анемией, совместное использование ферроглюкина и крезацина успешно корректирует систему свертывания и микроциркуляции крови. Применение только одного ферроглюкина не позволяет достичь такого результата. Опыт по влиянию крезацина на развитие молодняка темно-коричневых норок показал, что введение крезацина в корм товарному молодняку темно-коричневых норок способствует улучшению основного обмена, что выражалось в лучшем поедании опытными зверями корма, заметном уменьшении жировых отложений на тушке при высоких весовых показателях (Орлов П.П., 2003). Звери этой группы отличались большими размерами при хорошем качестве опушения, а также более ранним и стабильным созреванием зимнего волосяного покрова (на 6—7 дней), чем норки контрольной группы (Орлов П.П., 2003). Болехан А.В., Жумашева А.Б., Зарубина И.В., Рылеев А.Ю., Цыган В.Н., Шабанов П.Д. (2002) сообщают, что препарат трекрезан (он же в ветеринарии - крезацин) обладает выраженной антиоксидантной активностью и иммуностимулирующими свойствами. В эксперименте на мышах трекрезан (20 мг/кг) при введении внутрибрюшинно в течение 6 дней не влиял на массу тимуса, но вызывал небольшое увеличение (+20%) массы селезенки. На содержание клеток перитонеального экссудата трекрезан влияния не оказывал. Процентное содержание макрофагов среди клеток перитонеального экссудата в группах не менялось и оставалось в пределах нормы – около 30%. Процентное содержание Т–лимфоцитов в селезенке под влиянием трекрезана несколько увеличивалось (+18%). В контрольной группе содержание Т– и В–лимфоцитов не изменялось. Было отмечено стимулирующее влияние трекрезана на резидентные перитонеальные макрофаги. При этом отмечали двукратное усиление как спонтанной, так и индуцированной способности макрофагов восстанавливать поглощение нитросинего тетразолия (НСТ), а также поглощать нейтральный красный. Изучение влияния препарата на функциональную активность индуцированных пептоном нейтрофилов показало, что трекрезан обладает способностью усиливать в раза хемотактическую активность и на 80% фагоцитоз стафилококков.

Как подчеркивают авторы, трекрезан при внутрибрюшинном введении в течение 6 дней вызывал у мышей увеличение процента содержания Т– лимфоцитов в селезенке, оказывал стимулирующее действие на функции перитонеальных фагоцитов, повышая фагоцитарную активность и хемотаксис нейтрофилов, а также усиливая «окислительный взрыв» макрофагов и их поглотительную способность, активировал клеточный и гуморальный иммунитет, повышая фагоцитоз и хемотаксис нейтрофилов как у интактных животных, так и при вторичном иммунодефиците (моделируемый иммунодефицит). Болехан А.В., Жумашева А.Б., Зарубина И.В., Рылеев А.Ю., Цыган В.Н., Шабанов П.Д. (2002) делают вывод о влиянии трекрезана на продукцию сывороточного - и –интерферона. Исследование выполнено в соответствии с методическими указаниями по изучению специфической активности интерферонов и индукторов интерферона в НИИ гриппа РАМН и НИИ детских инфекций Росздрава (Санкт–Петербург). Оценка способности препарата трекрезан индуцировать сывороточный интерферон в опытах показала, что он обладает интерфероногенной активностью. В первые часы после введения трекрезана вырабатывается интерферон –типа, который в дальнейшем через сутки замещается –интерфероном. Учитывая выявленную интерфероногенную активность трекрезана, можно рассчитывать на расширение сферы его применения. Особенностью действия трекрезана является его способность индуцировать –интерферон, который имеет гораздо более широкий спектр иммуномодулирующего действия по сравнению с другими видами интерферонов. Приведенные экспериментальные данные показывают, что трекрезан обладает высокой иммунотропной активностью. Он стимулирует все виды иммунитета – клеточный, гуморальный, фагоцитоз. Важной особенностью действия трекрезана является его интерфероногенная активность в отношении интерферона–, что является достаточно редким явлением.

Препарат показан для повышения иммунитета, усиления защитных сил организма; в качестве вспомогательного средства при продолжительной антибиотикотерапии хронических инфекционных заболеваний. По–видимому, трекрезан можно будет использовать и в комплексном лечении гепатитов В и С, а также ВИЧ–инфекции. Кроме того, стресспротективные и антиастенические свойства трекрезана, наряду с его способностью уменьшать токсическое действие многих ксенобиотиков (включая лекарственные средства), позволяют позиционировать трекрезан как современный эффективный иммуномодулятор с широкими адаптогенными свойствами.

Таким образом, приведенные нами исследования ряда авторов (Латыпов М. М., Болехан А. В., Цыган В. Н. 1997…2003) по изучению внутренних органов птиц показывает, что при даче крезацина в качестве добавки в корма восстанавливается гистоструктура внутренних органов, особенно печени.

Следовательно, препарат крезацин прежде всего приводит к подавлению воспалительного процесса и восстановлению кровообращения печени, ее структурных и функциональных особенностей. Параллельно с ликвидацией выраженной сосудистой реакции в печени отмечается появление диффузной и очаговой инфильтрации лимфоидными клетками. Ускоряется кроветворная функция селезенки, увеличивается площадь белой пульпы и тяжей красной пульпы. Вероятно, возрастает ее депонирующая и утилизирующая роль отживших эритроцитов и тромбоцитов. Крезацин устраняет признаки воспалительного процесса, особенно нарушение кровообращения через печень и накопления лимфоидной ткани, отсутствует переполнение и застой крови во всех кровеносных сосудах печени и особенно это характерно накоплением эритроцитов в сосудах печени (Латыпов М.М., Байматов В.Н., Волкова Е.С.,2007) Это обеспечивается благодаря нормализации метаболического гоместаза в органах, что является подтверждением единства и тесной взаимосвязи структуры и функции, как в развитии процессов адаптации, так и дезадаптации. Птицы легче адаптируются после применения крезацина, при вакцинации не теряют живую массу и меньше их гибнет.

Экспериментальные, лабораторно-клинические, морфологические и гистологические исследования проводили в период 2006-2009 годов на кафедре патологической физиологии им. В. М. Коропова и в виварии Московской государственной академии ветеринарной медицины и биотехнологии имени К. И. Скрябина. Эксперименты на телятах проводили в условиях молочно-товарной фермы «Сафар» Чишминского района Республики Башкортостан.

Удельную активность радиоизотопов определяли в лаборатории изотопных методов анализа Всероссийского института минерального сырья (г.

Москва).

Все процедуры выполняли в соответствии с положениями Хельсинской декларации о гуманном отношении к животным и методическими рекомендациями по их выведению из эксперимента и эвтаназии (Западнюк И. П.

и др., 1984).

Для проведения первой серии опытов были сформированы пять группкрыс по 10 в каждой (схема 1). В группы отбирали животных с учетом породы, возраста, массы тела, клинического состояния. Первая группа-была контрольной; 2 группа – давали крезацин в дозе 15мг/кг; 3 группа - крезацин в дозе 20мг/кг; 4 группа – крезацин в дозе 25мг/кг; 5 группа – эраконд в дозе 7,5 мг/кг.

Схема 1 исследования препаратов на крысах (I этап) эраконд в дозе Гистологические исследования органов Схема 2 исследования препаратов на телятах (II этап) Для проведения второй серии опытов были сформированы три группы телят черно-пестрой породы по 10 в каждой: 1 группа получала эраконд в дозе 7,5 мг/кг, 2 группа получала крезацин в дозе 20 мг/кг и третья - контрольная группа (схема 2). В группы отбирали животных на основании: возраста, клинического состояния, массы тела. Эксперимент на телятах чернопестрой породы проводили в весенне-летний период. При клиническом осмотре наблюдали кахексию животных (рис. 2,3,4). Так, в возрасте 1 мес.

масса телят составляла 25-29 кг. У 5% телят отмечали диарею. Практически у всего поголовья исследуемых животных наблюдали истечения из носа. У 2% исследуемых животных регистрировали повышение температуры.

У крыс контрольной группы и получавшей крезацин проводили взвешивание, лабораторные, биохимические исследования, оценивали диурез, а также проводили морфологические исследования внутренних органов (печень, почки, легкие, селезенка, сердце) и определяли весовые коэффициенты внутренних органов (Машковский М. Д., 1994; Антонов Б. И., 1991). Крыс, получавших эраконд, убивали на 14 сутки, проводили морфологические исследования внутренних органов (рис.1).

Рисунок 1. Крысы в условиях вивария Рисунок 2. Телята - гипотрофики в условиях молочно-товарной фермы Рисунок 3. Теленок с диарей в условиях молочно-товарной фермы Рисунок 4. Телята в период опытов При изучении влияния крезацина на крыс (первая серия эксперимента) половину животных, убивали через 24 часа после введения препарата, другую - на 14 сутки. Проводили изучение влияния препарата крезацин на индивидуальное поведение экспериментальных животных с помощью теста «открытое поле» (Антрошенко О. Н. и др., 1999). Главным критерием являлась ориентировочно-исследовательская активность животных, а дополнительными критериями – коэффициент подвижности и эмоциональная тревожность. Исследования проводили в ярко освещенной камере 100х100 см с высотой стенок 40 см. На пол камеры краской наносили решетку, которая делила поле на 25 (5х5) равных квадратов. Визуально за 2 минуты подсчитывали количество пересеченных квадратов крысами 4 лапами и количество вертикальных вставаний.

Для изучения «норкового рефлекса» у крыс применяли метод «открытой площадки», результатом которого оценивали количество заглядываний в специально приготовленные норки. Крыс помещали в центр горизонтально установленной площадки размером 60х60, на которой равномерно расположены 16 отверстий диаметром 4 см. В течение 2 минут, визуально подсчитывают количество заглядываний в отверстия - норки.

Кровь у испытуемых животных брали из яремной вены через 14 дней, по общепринятой методике. При биохимическом исследовании крови определяли содержание общего билирубина, глюкозы, общего белка, мочевины (Антонов Б. И., 1991; Бажибина, Е.Б., Коробов А.В., Середа С.В., Сапрыкин В.П.,2004).

В цельной крови крыс определяли количество эритроцитов, лейкоцитов, уровень гемоглобина (Антонов Б. И., 1991; Кондрахин И. П., 1985).

Лейкограмму определяли на окрашенном мазке крови по стандартной методике. Мазки крови фиксировали метанолом с последующей окраской по Романовскому-Гимза (Лютинский С. И., 2001; Антонов Б. И., 1991; Бажибина, Е.Б., Коробов А.В., Середа С.В., Сапрыкин В.П., 2004; Кондрахин И. П.).

В работе, при классификации клеток использовали клавишный счетчик (СЛ-1). Микроскопическое исследование мазков проводили с помощью масляной иммерсии. Для получения сыворотки у животных брали кровь, выдерживали 30 мин, центрифугировали при 1500 об/мин в течение 15 мин.

Кусочки органов для микроскопических исследований: легкие, сердце, печень, почки, селезенку фиксировали в 10%-ном растворе формалина. Проводку гистологического материала, заливку в парафин и окраску гематоксилином и эозином проводили общепринятыми методами (Артишевский А. А.

1999; Меркулов С. В., 1958).

У убитых животных определяли весовые коэффициенты внутренних органов (ВКО) по формуле:

Телят опытных и контрольной групп содержали в одинаковых условиях, в корпусах. Рацион животных соответствовал нормам ВИЖа (Богданов Г.

А., 1981; Клейменов Н. И., Магомедов М. Ш., Венедиктов А. М., 1987; Макарцев А. М., 1999; Моррисон Ф., 1948; Калашников А. Н., 1995; Редько Н.

В., Антонов А. Я., 1990; Abreu M., 1992).

Кровь у телят брали перед кормлением из яремной вены, в сроки, предусмотренные экспериментом, через 14 дней. Для морфологических исследований крови во вторую пробирку предварительно вносили антикоагулянт – 1%-ный раствор гепарина. До опыта и после проводили контрольное взвешивание животных (Лютинский С. И., 2001; Антонов Б. И., 1991; Артишевский А. А., 1999; Кондрахин И. П., 1985; Лившиц В. М., 1998).

В сыворотке крови определяли общий белок рефрактометрически (Балаховский С. Д., Балаховский И. С., 1953); общий кальций (комплексометрическим методом по Вичеву и Каракашеву), неорганический фосфор (по Полсу в модификации Коромыслова В. Ф. и Кудрявцевой Л. А. с ванадатмолибденовым реактивом); каротин (фотометрическим методом по КаррПрайсу в модификации Юдкина) (Лютинский С. И., 2001; Антонов Б. И., 1991; Артишевский А. А., 1999; Кондрахин И. П., 1985; Лившиц В. М., 1998;

Benedick A., 1993; Meyer D., 1987).

В цельной крови определяли количество эритроцитов и уровень гемоглобина с помощью фотоэлектроколориметра по стандартному методу (Дервиз Г. В., Воробьев А. И., 1959); подсчет лейкоцитов проводили в камере Горяева (по методике Блинова Н. И., 1982) (Лютинский С. И., 2001; Антонов Б.

И., 1991; Артишевский А. А., 1999; Кондрахин И. П., 1985; Лившиц В. М., 1998; Couch J. R., 1942; Gunasekera R. D., Kuriyama H. J., 1990).

Полученные данные обрабатывали методом вариационной статистики (Лакин Г. Ф., 1990) и на компьютере IBM Pentium 2000 с помощью программы Excel. Достоверность различий сравниваемых показателей оценивали по трем порогам вероятности: Р=0,95*; Р=0,99**; Р=0,999***.

Таблица 1. Спецификация оборудования 2. Камера для изучения двигательной Изготовлено на кафедре активности и эмоциональной реактивности “открытого поля” стекла для сбора мочи 7. Фотоколориметр концентрацион- ПО “Медаппаратура”, Киев 9. Аппарат Панченкова 10. Камера Горяева 11. Весы аналитические, тип: ВЛА-200 ПО “Медаппаратура”, Киев 12. Иономер универсальный, тип: “ЭВ- Гомельский завод 15. Термостат с водяной рубашкой, Завод медицинской техники, Радиологические исследования проводили на базе Всероссийского института минерального сырья г. Москва в лаборатории изотопных методов анализа в период 2007-2009 годов.

Для проведения серий исследования были отобраны по 15 проб (по проб каждого года) сухого экстракта эраконда. В каждой серии исследований определяли 232U, 234U, Для изучения содержания изотопов урана в пробе эраконда проводили предварительную радиохимическую подготовку, электролитическое Таблица 2. Спецификация оборудования и средств измерений для изучения удельной активности изотопов урана.

Стандартный альфа-спектрометр на основе “EG&G ORTEC”, США ионизационной импульсной 43амееры:

OCTETE PC

Контрольный спектрометрический источ- Приготовлен в лаборатории ник с аттестованной активностью альфаизлучающих радионуклидов в диапазоне энергий 4 – 6 МэВ, погрешность аттестации не хуже 5 % (Р = 0,95) Аттестованный раствор изотопного инди- Приготовлен в лаборатории катора 232U с объемной активностью 0,3 – 0,4 Бк/см3, погрешность аттестации не Весы технические химические ВЛР-200, «Лабтех», Москва диапазон измерения – от 0 до 200 г, погрешность взвешивания – 1,0 мг, II класс, ГОСТ 19491- Мерные колбы вместимостью 50 см3, II “Ленпипет”, С-Пб класс, ГОСТ 1770- Мерные пипетки вместимостью 1 – 2 см3, II “Ленпипет”, С-Пб класс, ГОСТ 20292- Мерные цилиндры вместимостью 50, 100 и “Ленпипет”, С-Пб 1000 см3, ГОСТ 1770- Баллон с газовой смесью “аргон-метан” (9:1), редуктором и образцовым манометром (только для ионизационных импульсных камер), ТУ 51 180- Разборная установка для электролитического осаждения радионуклидов, внутренний диаметр 24, 34 или 39 мм включающая электролитическую ячейку с анодным электродом; источник постоянного тока типа ВСА, Б5-7 или аналогичный; лабораторный сетевой регулятор напряжения типа Лабораторная электрическая плита, ГОСТ Собственность лаборатории 10.

Растиратель лабораторный типа ЛДИ-60М, «Лабтех», Москва 11.

ИВ-Микро или аналогичный Минералогическое сито 2 мм 12.

Таблица 3. Спецификация оборудования и средств измерений для изучения удельной активности полония-210, свинца-210, висмута-210.

1. Низкофоновый альфа-бета-радиометр на ос- НПП “ДОЗА”, Россия нове газопроточных пропорциональных счетчиков УМФ- 2. Контрольный источник альфа-бета- Приготовлен в лабораизлучения Pb+ Bi+ Po (в равновесии) с тории аттестованной активностью 3. Весы аналитические, диапазон измерения: 0 «Лабтех», Москва - 200 г, погрешность взвешивания – 0,5 мг, II класс, ГОСТ Мерные колбы вместимостью 20 см3, 50 см3, Мерные пипетки вместимостью 1 см3, 2 см3, II класс, ГОСТ 6. Мерные цилиндры вместимостью 10, 25, 100 “Ленпипет”, С-Пб 7. Тефлоновые кассеты для электрохимическо- Изготовлены по заказу го осаждения радионуклидов 9. Сито почвенное с сеткой 1- 2 мм, ГОСТ 10. Истиратель лабораторный типа ЛДИ-60-М, «Лабтех», Москва ИВ-Микро или аналогичные Стаканы химические вместимостью 100 см3, 12. Воронки для фильтрования, диаметр 80 мм, «Лабтех», Москва 13. Диски из нержавеющей стали 18Н9Т, ГОСТ Изготовлены по заказу 14. Ступка и пестик фарфоровые, ГОСТ осаждение на подложку, детектирование альфа-частиц при помощи альфа-спектрометра, обработка результатов измерений.

Для изучения содержания 210Po, 210Pb, 210Bi в пробе эраконда проводили радиохимическую подготовку сухого экстракта, выполнение измерений на радиометрической установке, обработка результатов измерений.

Измерения выполняются в соответствии с инструкцией по технической эксплуатации спектрометрической аппаратуры и при нормальных климатических условиях (ГОСТ 15150-69, п. 3.15): температуре внешней среды t = +25 10 oC, относительной влажности 45 – 80 % и атмосферном давлении 630 – 800 мм. рт. ст.

2.1. Методика определения изотопов урана в эраконде Сущность методики заключается в измерении альфа-спектра счетного образца, содержащего изотопы урана, селективно выделенные из пробы с использованием радиохимических приемов.

Атомные ядра изотопов урана при радиоактивном распаде испускают альфа-частицы строго определенных энергий, что позволяет по энергии и интенсивности излучения идентифицировать эти изотопы и определять активность в исследуемой пробе на основе известной активности предварительно введенного в пробу изотопного индикатора – 232U.

Результатом измерения в методике являются удельные активности 234U и 238U в пробе с оценкой неопределенности измерений.

Рисунок 5. Типичный спектр изотопов урана, выделенных из пробы Предварительная радиохимическая подготовка включает переведение навески пробы в раствор, выделение изотопов урана (включая изотопный индикатор U), отделение от мешающих радионуклидов, приготовление электролитическим способом препарата (счетного образца). Электролитическое осаждение урана выполняют на подложку – диск из коррозионно-стойкой нержавеющей стали. Переведение урана в раствор осуществляют путем вскрытия навески пробы смесью кислот HF, НСl и HNO3.

Воздушно-сухую пробу из сухого экстракта эраконда просеивают через сито 2 мм. Крупную фракцию отбрасывают, мелкую истирают до крупности 200 меш (0,074 мм) на истирателе.

Растертые пробы массой 0,020 - 0,030 кг помещают в пакеты из кальки или крафт-бумаги.

Помещают 0,005 кг пробы сухого экстракта эраконда в фарфоровый тигель и обжигают при температуре 500 оС до полного выгорания органических веществ. Обожженную пробу переводят в тефлоновую чашку, смачивают дистиллированной водой и добавляют 1 см3 изотопного индикатора (точность введения индикатора в пробу должна быть менее 3 %).

Затем приливают 20 см3 концентрированной HCl и 10 см3 концентрированной HF и осторожно нагревают до прекращения бурной реакции, которая может наблюдаться в начале взаимодействия реактивов с пробой. В случае необходимости для уменьшения скорости реакции в смесь добавляют дистиллированную воду. После установления режима спокойного выпаривания чашку закрывают неплотно тефлоновой крышкой и осторожно выпаривают досуха.

После охлаждения к сухому остатку прибавляют 10 см3 концентрированной HNO3 и 10 см3 концентрированной HF, закрывают чашку крышкой и выпаривают до влажных солей.

После окончания разложения и охлаждения раствора края чашки и крышку обмывают водой, прибавляют 10 см3 концентрированной HNO3 и выпаривают до влажных солей в открытой чашке. Эту операцию повторяют еще дважды. Окончательно раствор выпаривают досуха.

Соли растворяют при кипячении в 50 см37 М HNO3. Если имеется нерастворимый остаток, то его отфильтровывают через фильтр “синяя лента” диаметром 11 см, промывают 3 раза горячей 7М HNO3 порциями по 5-10 см3.

Раствор, содержащий изотопы урана, переводят в делительную воронку, добавляют 20 см3 30%-ого раствора свежеочищенного ТБФ в толуоле и проводят экстракцию радионуклидов в течение 5 минут.

После разделения фаз маточный раствор (нижний слой) сливают обратно в стакан, а органический экстракт промывают по 1 минуте: сначала раза равным объемом 7 М HNO3, а затем 1 раз равным объемом раствора 0, М HNO3 в 0,04 М HF. Маточный раствор и промывные воды отбрасывают.

Далее проводят реэкстракцию изотопов урана троекратным промыванием (по 1 минуте) органической фазы 20 см3 дистиллированной воды. Объединенный водный реэкстракт выпаривают досуха, смачивают концентрированной HNO3 и снова выпаривают досуха для удаления следов органических веществ.

При использовании платинового анода сухой остаток, содержащий изотопы урана, растворяют в 10 см3 2 % раствора Na2CO3 при нагревании.

Прозрачный раствор переливают в электролизер. Стакан обмывают 5 см раствора электролита и переводят содержимое в электролитическую ячейку.

Электроосаждение изотопов урана проводят на подложку – диск из нержавеющей стали диаметром 34 мм в течение 30 минут при постоянном токе 2,0 А. Диск непосредственно перед использованием очищают мелкой наждачной бумагой и протирают ацетоном.

После окончания электролиза диск обмывают дистиллированной водой и сушат на воздухе. Полученный препарат – счетный образец – передают для измерений на альфа-спектрометре.

Выполнение измерений урана. Подготовку спектрометрической установки к работе выполняют в соответствии с инструкцией разработчика по эксплуатации спектрометра.

После прогрева и стабилизации режимов аппаратуры определяют значения основных характеристик спектрометра с помощью контрольного спектрометрического источника. Время измерения последнего должно обеспечивать набор не менее 2.103 импульсов в площади каждого из пиков. При правильной настройке спектрометра зависимость номера канала от энергии альфа-излучения имеет линейный характер. После выполнения измерений контрольных параметров работы спектрометрической установки в чувствительный объем камеры вводят счетный образец и через 2 - 3 минуты (после стабилизации газового режима в камере или создания рабочего вакуума) включают анализатор в режим набора импульсов. Время измерения устанавливают в зависимости от скорости счета от образца, которую можно визуально оценить по частоте следования импульсов на экране анализатора. Основным критерием выбора минимально возможной экспозиции является набор необходимого количества импульсов не менее 27% в аналитических пиках, обеспечивающего статистическую погрешность измерения Рисунок 6. Принципиальная схема электролитической установки для осаждения радионуклидов: 1 – анодный электрод (платина, родий или графит);

2 – изолирующий фторопластовый стакан с электролитом; 3 – основание ячейки (катод); – подложка (диск из нержавеющей стали); 5 – выпрямитель переменного тока с амперметром; 6 – регулируемый лабораторный трансформатор с вольтметром.

Удельную активность изотопов урана (234, 238) А [Бк/кг] определяют согласно формуле:

где S и S [имп] – площади аналитических пиков определяемых изотопов пробы.

Результат измерения представляют в виде интервалов значений удельных активностей 234Uи238U:

в которых с вероятностью P = 0,95 находятся истинные значения удельных сти измерений в сторону больших и меньших значенийсоответственно для каждого из изотопов – равны:

зультата измерений в сторону больших и меньших значений. Последние определяются формулами1:

где u st – статистическая неопределенность измерения, а u, u – неопределенности, обусловленные погрешностями средства измерения и метода.

Далее индекс “i” не используется, так как расчеты для изотопов производятся аналогично.

– доверительная погрешность применяемых средства измерения и мегде тода.

При соблюдении требований методики:

где 1 – погрешность аттестации изотопного индикатора ( 3 %), 2 – погрешность введения изотопного индикатора ( 3 %), 3 – погрешность отбора навески пробы (< 1 %). Таким образом, максимальное значение мет в методике – 5%, максимальное значение си при использовании указанной ниже аппаратуры составляет 10 %.

Статистическая неопределенность измерения рассчитывается по формуле:

где i, инд – статистические погрешности измерения площадей пиков определяемых изотопов урана и индикатора соответственно. В общем случае при равном времени измерения счетного образца и фона значения i и инд находят из выражения:

где S ф,инд [имп] – количество фоновых импульсов в областях соответствуюi щих аналитических пиков за время измерения.

Согласно [5] и [2] для получения результата с суммарной неопределенmax ностью не более 30 % при соблюдении требований методики ( мет = 5%, си = 10 %) необходимо при измерениях получать статистическую погрешность st, не превышающую 27 %. Последнюю можно оценить с помощью формул (8) и (10).

Интервалы значений удельных активностей изотопов урана получают руются перечисленные ниже основные характеристики спектрометрических установок.

Энергетическое разрешение [кэВ] рассчитывают по формуле:

где n – ширина пика полония-210 (210Po) на полувысоте (количество каналов), K – энергетическая ширина канала анализатора, кэВ/канал.

Значение K рассчитывают как:

где E 2, E 1 [кэВ] – энергия наиболее интенсивных групп -частиц, n 2, n1 – номера каналов максимальных отсчетов, отвечающих энергиям излучения E 2 и E 1. Правую (высокоэнергетическую) границу пика определяет канал, отсчет в котором сравним с фоновым распределением. Левая граница определяется каналом, отстоящим от максимума пика на удвоенное значение n.

Эффективность регистрации [отн. ед.] для заданных геометрических условий равна:

где A [Бк] – активность контрольного источника, I [c-1] – скорость счета альфа-частиц от него.

Скорость счета фона альфа-спектрометра Iф [c-1] определяется как:

где Ni – отсчет в i канале спектрометра, tф [c] – время измерения фона.

Рекомендуется выполнять измерения, и I iф в начале и конце рабочей смены. Измеренные значения не должны отличаться от аттестованных или паспортных более, чем на удвоенное СКО.

Обработка результатов измерений заключается в расчете удельных активностей Uи U и оценке суммарной неопределенности результата анализа. Удельные активности изотопов урана рассчитывают по формуле (1).

Суммарную относительную неопределенность результата измерений получают из (4), статистическую неопределенность измерения образца рассчитывают по формулам (8) и (10).

2.2. Методика определения полония-210, свинца-210, висмута-210 в Сущность методики состоит в переведении сухого экстракта эраконда в раствор, селективном электрохимическом выделении Po и Bi (дочернего продукта распада 210Pb, который в почвах и горных породах находится в радиоактивном равновесии с 210Pb) на специальную подложку и определении их активности путем измерения интенсивности альфа-излучения Po и бета-излучения 210Bi.

Методика включает радиохимическую подготовку проб и выполнение измерений на радиометрической установке.

Радиохимическая подготовка заключается в обработке предварительно истертого до 200 меш ( 74 мкм) материала пробы смесью азотной, хлорной, соляной кислот и перекиси водорода, обработке полученного раствора аскорбиновой кислотой для устранения мешающего влияния железа восстановлением его до двухвалентного состояния, спонтанном селективном электрохимическом выделении изотопов полония и висмута на подложке из нержавеющей стали с получением счетного образца для измерений на радиометре. Выход радионуклидов 210Po и 210Bi при электрохимическом выделении в методике стабилизирован и составляет соответственно 0,90 0,09 и 0, 0,08.

Благодаря высокому положительному потенциалу (+0,77 В) полоний, так же как и висмут (+0,23 В), могут самопроизвольно осаждаться на ряде металлов, например, никеле (-0,23 В), железе (-0,44 В) и других. При этом Рисунок 7. Схема радиоактивного распада свинца-210, висмута-210 и полония- Ро (Т1/2 = 1,67.10-4 с), 216Ро (Т1/2 = 0,16 с), 212Ро (Т1/2 = 2,9.10-7 с), а также бета-излучающие Bi (Т1/2 = 19,7 мин), Bi (Т1/2 = 1,1 ч). Для устранения их мешающего влияния необходима выдержка счетного образца до измерения в течение 10 ч. Мешающими элементами также являются медь, висмут, таллий, платина, золото при их содержании более 0,02 %.

(диаметр 34 мм, высота 0,8 – 1,0 мм) с тонким активным слоем (< 1,1.10г/см2), что практически исключает самопоглощение альфа- бета-частиц и обеспечивает возможность (при необходимости) контроля чистоты радиохимического выделения 210Ро на альфа- спектрометре.

Воздушно сухую пробу измельчают в ступке и просеивают через почвенное сито 1- 2 мм. После измельчения каждой пробы необходимо тщательно очистить ступку, пестик и сито от остатков пробы - протереть сначала сухой ветошью, а затем с небольшим количеством спирта. Просеянную пробу дотирают на лабораторном истирателе до крупности не более 200 меш ( мкм), отбирают материал пробы для радиохимической обработки (не менее 20 г) и помещают в пакет из кальки или крафт-бумаги.

Навеску пробы Р = 5,0 г помещают в стакан емкостью 100 см3, осторожно добавляют 10 см3 концентрированной HNO3 порциями по 1 - 2 см3 при интенсивном перемешивании. Содержимое стакана нагревают на плитке в течение 5 - 10 минут до прекращения вспенивания раствора.

После охлаждения постепенно приливают 5 см3 Н2О2 порциями по 1- см3 при перемешивании. Закрывают стакан часовым стеклом и оставляют до момента, когда реакция окисления перейдет в спокойную стадию. После этого часовые стекла снимают, обмывают дистиллированной водой и выпаривают содержимое стакана до влажных солей, не допуская пересушивания остатка. Далее проводят выщелачивание определяемых элементов. Для этого влажные соли обрабатывают 25 см3 HCl (1:2), хорошо перемешивают, накрывают часовым стеклом и кипятят в течение 1 ч на плитке. При этом должно поддерживаться спокойное кипение раствора.

После отстаивания выщелат отфильтровывают через фильтр «синяя лента» в химическом стакане объемом 250 - 300 см3. Часовое стекло, стакан и остаток промывают 25 см3 горячей HCl (1:4).

Затем отфильтрованный остаток вместе с фильтром снова помещают в стакан для выщелачивания и повторяют обработку смесью 25 см3 HCl (1:2) и 1 см3 Н2О2 в течение 30 мин. Выщелачивание производят, как описано выше.

Остаток на фильтре и в стакане промывают горячей HCl (1:4) 5 раз по 10 см3.

В объединенный фильтрат прибавляют 10 см3 HClO4, выпаривают до появления густых белых паров, закрывают часовым стеклом и продолжают выпаривание до начала выпадения солей. После этого пробу охлаждают, снимают часовые стекла, обмывают их дистиллированной водой и окончательно выпаривают раствор до влажных солей.

Соли растворяют при кипячении после добавления 5 см3 концентрированной HCl и 25 см3 дистиллированной воды. Затем разбавляют раствор до 100 см3 дистиллированной водой и прибавляют аскорбиновую кислоту до обесцвечивания раствора для устранения мешающего действия Fe3+ восстановлением его до Fe2+. Из этого раствора проводят спонтанное электрохимическое осаждение радионуклидов.

Стальной диск диаметром 34 мм, необходимый для осаждения, предварительно протирают содой с обеих сторон, обмывают водой и подписывают с одной стороны карандашом (№ пробы, дата осаждения), другую их сторону полируют мелкой наждачной бумагой и протирают ватой, смоченной спиртом или ацетоном.

Диск помещают в тефлоновую кассету и опускают пинцетом в стакан с подготовленным исследуемым раствором. Электрохимическое выделение Ро и 210Bi проводят при интенсивном кипении раствора в течение двух часов, закрыв стакан часовым стеклом. По мере выкипания раствора добавляют горячую дистиллированную воду до прежнего объема.

Через 2 часа кассету с диском вынимают пинцетом, обмывают дистиллированной водой. Затем вынимают диск (счетный образец), снова обмывают его водой и высушивают на воздухе. Время окончания подготовки образцов фиксируют в рабочем журнале.

Выполнение измерений при определении полония и висмута. После прогрева и стабилизации режимов аппаратуры выполняют измерение скорости счета от контрольного источника I iк.и..

После измерения I iк.и. выполняют измерение скорости счета фона2 I iф. Измерение активности образца выполняют не ранее, чем через 10 ч после электрохимического выделения радионуклидов, но и не позже, чем через 36 ч (для препаратов с низкой активностью).

После измерения фона счетный образец вводят в рабочую область детектора и включают радиометр в счетный режим. Проводят пять последовательных измерений счетного образца по 1000 с каждое. В аттестованном интервале измерения должно обеспечивать статистическую погрешность u S не хуже 25 %, иначе количество измерений увеличивают.

В рабочем журнале или в соответствующем разделе программного обеспечения прибора фиксируют время начала измерений.

После завершения измерения счетный образец извлекают, заменяют следующим и повторяют цикл измерения.

Обработка результатов измерений заключается в расчете удельных активностей 210Po и 210Bi и оценке суммарной неопределенности анализа.

Удельные активности радионуклидов рассчитывают по формулам (1).

В качестве фоновых показаний радиометра следует принимать значение I ср,ф. Суммарную относительную неопределенность результата измерений определяют из (9), статистическую неопределенность измерения образца рассчитывают по формуле (6).

Основные соотношения для обработки результатов измерений. Результатом измерения в методике является удельная активность 210Po и 210Bi (= Pb) в пробе, с оценкой неопределенности измерений [5].

Удельные активности радионуклидов в исследуемой пробе определяются как [Бк/кг]:

Измерения и - аттестованные значения эффективности регистрации альфаизлучения210Ро и бета-излучения 210Bi [отн. ед.].

Результат измерения представляют в виде интервалов значений удельных активностей полония-210 и висмута-210: