«МОРФОЛОГИЧЕСКИЕ ОСОБЕННОСТИ КЛЕЩЕЙ PSOROPTES CUNICULI И ЭФФЕКТИВНОСТЬ АКАРИЦИДА ФЕНОКСИФЕН ПРИ ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОМ ПСОРОПТОЗЕ КРОЛИКОВ ...»

МИНИСТЕРСТВО СЕЛЬСКОГО ХОЗЯЙСТВА

РОССИЙСКОЙ ФЕДЕРАЦИИ

ФЕДЕРАЛЬНОЕ ГОСУДАРСТВЕННОЕ БЮДЖЕТНОЕ

ОБРАЗОВАТЕЛЬНОЕ УЧРЕЖДЕНИЕ ВЫСШЕГО

ПРОФЕССИОНАЛЬНОГО ОБРАЗОВАНИЯ

«МОСКОВСКАЯ ГОСУДАРСТВЕННАЯ АКАДЕМИЯ

ВЕТЕРИНАРНОЙ МЕДИЦИНЫ И БИОТЕХНОЛОГИИ

ИМЕНИ К.И. СКРЯБИНА»

на правах рукописи

Боровина Екатерина Геннадьевна

МОРФОЛОГИЧЕСКИЕ ОСОБЕННОСТИ КЛЕЩЕЙ PSOROPTES

CUNICULI И ЭФФЕКТИВНОСТЬ АКАРИЦИДА ФЕНОКСИФЕН ПРИ

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОМ ПСОРОПТОЗЕ КРОЛИКОВ

Специальность 03.02.11 – Паразитология

ДИССЕРТАЦИЯ

на соискание ученой степени кандидата ветеринарных наук

Научный руководитель:

академик РАСХН, доктор ветеринарных наук, профессор Ф.И.Василевич Москва –

ПЛАН ДИССЕРТАЦИИ:

СТР.

ВВЕДЕНИЕ………………………………………………………………………. 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ Краткие сведения о систематике, биологии и морфологии клещей, 1.1.

Psoroptes cuniculi, вызывающих псороптоз у кроликов………………………… Эпизоотология и патогенез псороптоза кроликов………………………. 1.2.

Клинические признаки и диагностика псороптоза…………………….... 1.3.

Терапия и профилактика псороптоза в кролиководстве………………... 1.4.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ……………………... 2.

СОБСТВЕННЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ

3.

Оценка акарицидной и овоцидной активности новых веществ и 3.1.

препаратов на клещах семейства Psoroptidae………………………... Особенности морфологии клещей Psoroptes cuniculi………………….... 3.2.

Гематологические показатели и активность факторов неспецифического 3.3.

иммунитета у кроликов при экспериментальном псороптозе……….... Влияние псороптоза на продуктивные показатели кроликов…………. 3.4.

Эффективность феноксифена при псороптозе кроликов……………… 3.5.

3.6. Изучение влияния феноксифена на организм кроликов………………… 4. ОБСУЖДЕНИЕ ПОЛУЧЕННЫХ РЕЗУЛЬТАТОВ …………………... 5. ВЫВОДЫ…………………………………………………………………….

6. ПРАКТИЧЕСКОЕ ИСПОЛЬЗОВАНИЕ ПОЛУЧЕННЫХ

РЕЗУЛЬТАТОВ………………………………………………………………... 7. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ…………………………………………………. 8. ПРИЛОЖЕНИЯ

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы. Псороптоз (psoroptosis) – инвазионное заболевание кроликов, вызываемое клещами-накожниками Psoroptes cuniculi.

Локализуются данные паразиты на внутренней поверхности ушной раковины и наружном слуховом проходе. Клещи прокалывают кожу, разрушают ткани, раздражая нервные окончания и вызывая при этом зуд;

оказывают токсико-аллергическое воздействие; способствуют развитию воспалений, вызванных секундарной микрофлорой.

Доказано, что псороптоз угнетает воспроизводительную функцию кроликов, приплод от больных самок, как правило, погибает в первые дни жизни (Аббасов Т.Г., 1998; Майоров А.И., 2002).

Ущерб, причиняемый псороптозом, складывается из снижения на 10-35% массы кроликов, ухудшения качества мяса и шкурок, замедления роста и развития молодняка, падения цены племенных животных (Катаева Т.С., 1989).

Псороптоз распространен повсеместно, т.к. несмотря на проводимые обработки, затраты труда и средств, многие хозяйства из года в год остаются стационарно неблагополучными по данному заболеванию.

Для борьбы с птороптозом разработано множество препаратов, однако ни один из них не обладает овоцидным действием, т.е. убивая клещей, он не воздействует на яйца.

Все вышеизложенное вызывает необходимость более детально изучить морфологические особенности возбудителя псороптоза кроликов и осуществлять поиск эффективных, дешевых, малотоксичных и экологически безопасных форм акарицидов, обладающих овоцидным действием при данной болезни морфологических особенностей клещей Psoroptes cuniculi с помощью электронной микроскопии и определение акарицидной и овоцидной активности препарата Феноксифен и его терапевтической эффективности при псороптозе кроликов.

Для решения были поставлены следующие задачи:

1. Изучить с помощью электронной микроскопии морфологические особенности клещей Psoroptes cuniculi.

2. Провести экспериментальное заражение кроликов клещами Psoroptes cuniculi и изучить патогенез болезни.

3. Определить влияние псороптоза на продуктивные показатели кроликов.

4. Оптимизировать компонентный состав препарата Феноксифен и определить его акарицидную и овоцидную активность.

5. Изучить терапевтическую эффективность препарата Феноксифен при экспериментальном псороптозе кроликов.

Определить влияние Феноксифена на гомеостаз организма кроликов.

Научная новизна. Впервые, с помощью сканирующего электронного микроскопа установлены морфологические особенности клещей Psoroptes cuniculi, изучены структурные компоненты их ротового аппарата, амбулакр, гнатосомы и педипальп и проведены микрометрические измерения клещей и яиц.

Впервые, для ветеринарной практики предложено новое акарицидное синтетических пиретроидов, предназначенное для лечения псороптоза кроликов.

Доказано овоцидное действие Феноксифена в отношении яиц клещей Psoroptes cuniculi в концентрации его действующего вещества S-фенвалерата 0,048%. Тотальная гибель имаго клещей происходит при концентрации Sфенвалерата 0,006% и концентрации феноксиэтанола 0,1%.

При экспериментальном псороптозе у кроликов бактерицидная активность сыворотки крови снижается на 30,2–55,46%, время свертывания крови увеличивается в 1,73 раза, наблюдаются гипопротеинемия, лейкоцитоз, уменьшение количества эритроцитов, тромбоцитов и гемоглобина.

Терапевтическая эффективность Феноксифена при псороптозе кроликов составляет 100% при однократном его наружном применении в дозе 1 мл в каждое ухо.

Практическое значение. Для применения в ветеринарии в качестве акарицида при псороптозе кроликов предложен высокоэффективный препарат Феноксифен, который прошел лабораторные и производственные испытания.

В опытах на кроликах при экспериментальном псороптозе доказана безвредность и овоцидное действие Феноксифена, что подтверждено актами, утвержденными в установленном порядке.

Разработан проект инструкции по применению лекарственного препарата Феноксифен для применения в ветеринарии.

Результаты исследований по изучению морфологических особенностей клещей Psoroptes cuniculi и терапевтической эффективности препарата Феноксифен при псороптозе кроликов используются в учебном процессе в ФГБОУ ВПО МГАВМиБ по дисциплине «Паразитология и инвазионные болезни животных», а также на курсах повышения квалификации ветеринарных врачей.

Апробация работы. Материалы диссертации изложены на научнопрактических конференциях «Теория и практика борьбы с паразитарными болезнями» (Москва, 2007, 2008, 2010); научно-практической конференции, посвященной 90-летию ФГБОУ ВПО МГАВМиБ (Москва, 2009); XIII и XIV Международном ветеринарном конгрессе (Москва, 2010, 2011).

Основные положения, выносимые на защиту:

1. Особенности морфологии клещей Psoroptes cuniculi.

2. Клещи Psoroptes cuniculi влияют на морфологические, биохимические и иммунологические показатели организма кроликов при экспериментальном псороптозе.

3. Новый препарат Феноксифен обладает акарицидной и овоцидной активностью.

4. Феноксифен обладает высокой эффективностью при лечении псороптоза кроликов и не оказывает влияния на гомеостаз организма животных.

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 5 статей, в т.ч. 3 статьи в научных журналах, рекомендованных ВАК (Ветеринарный консультант, Ветеринарная медицина) и 2 – в сборниках научных трудов.

Объем и структура диссертации. Материалы диссертации изложены на 150 страницах компьютерного текста и включают введение, обзор литературы, собственные исследования, обсуждение результатов исследований, выводы, практические предложения и список использованной литературы (160 источников, из них 33 иностранных авторов).

Работа содержит 11 таблиц, 60 рисунков и 5 страниц приложений.

1.1. Краткие сведения о систематике, биологии и морфологии клещей, Psoroptes cuniculi, вызывающих псороптоз у кроликов На земном шаре зарегистрировано более 25 тысяч видов клещей.

Заболевания сельскохозяйственных и домашних животных вызывают виды, входящие в состав двух отрядов: Acariformes Zachvatkin, 1947 и Parasitiformes Zachvatkin, 1947.

В отряд Acariformes входят два подотряда Sarcoptiformes и Trornbidiformes.

Сегодня клещей накожников и кожеедов семейства Psoroptidae и клещейвкожников (зудней) семейства Sarcoptidae объединяют в единое надсемейство Psoroptoidea O'Konnor, 1982.

Чесоточные клещи, паразитирующие у кроликов, относятся к подотряду Sarcoptiformes Reuter, 1909 семейству Psoroptidae Canestrini, 1892 - накожники, включающее род Psoroptes Gervais, 1841 - накожники и род Chorioptes Gervais, 1859 - кожееды.

Изучение биологии клещей-накожников начато во второй половине 19 века преимущественно французскими Меньеном (Megnin, 1880-1896), Нейманом (Neumann, 1984), немецкими паразитологами Герлахом (Gerlach, 1857), Фюрстенбергом (Fbrstenberg, 1861) и другими. Основные работы по биологии, циклу развития и патогенности накожников проведены советскими паразитологами: Н.Н. Богдановым, 1930-1946; М.А. Палимпсестовым, 1944, 1946, 1947, 1948; Д.О. Приселковой, 1949, 1954; Хатиным, 1940-1950; Е.М.

Булановой-Захваткиной, 1955; А.П. Гончаровым, 1959, 1960; В.И. Ильященко, 1981, 1982, 1985; Н.О. Оленевым, 1932; Н.П. Орловым 1946-1951; В.Б.

Дубининым, 1954, 1955; и др.

Чесоточные клещи-накожники паразитируют на поверхности кожи (накожнике) животных и по морфологическим признакам существенно отличаются от зудневых клещей. Они имеют более крупные размеры тела по сравнению с эндопаразитами родов Sarcoptes и Notoedres. Они серовато-желтого цвета, видны невооруженным глазом. Параметры у самок и самцов Р. cuniculi составляют - 0,663-0,888 и 0,612-0,677 мм; клещи-накожники могут достигать 0,7 мм длины (В.Б. Дубинин, 1954, СВ. Леотнюк,1974).

При изучении Psoroptes cuniculi в световом и электронном сканирующем микроскопе Л.Л. Демьяненко (2004) были получены следующие данные: длина самок колеблется от 0,059±0,084 мм до 0,86±0,092 мм, ширина от 0,47±0,032 мм до 0,59±0,043 мм; Самцы меньше самок, длина их достигает 0,49±0,034 — 0,66±0,049 мм, ширина от 0,37±0,029 мм до 0,46±0,036 мм.

По данным В.И. Ильященко (1984) самки-имаго - крупные особи с широкой, овальной идиосомой. Длина самок-имаго 0,62-0,89 мм, ширина 0,52-0,61мм.

Лапки первой, второй и четвертой пары конечностей оснащены амбулакрами, которые состоят из амбулакрального диска тюльпановидной формы и трехчленистой ножки.

Самцы-имаго меньше, длина их 0,5-0,677 мм, ширина 0,387-0,458;

опистосомальный щиток у самцов 6-угольной формы, он имеет более темную коричневую окраску, чем прилегающие участки кутикулы. Самцы-имаго имеют характерный отличительный признак (от личинок и нимф) — большой размер третьей пары конечностей, которые в 2-2,5 раза длиннее четвертой пары.

У псороптоидных клещей есть два вида амбулакров. Одни амбулакры состоят из высокой тюльпановидной присоски и длинного трехчленистого стебелька. Они расположены на лапках первой и второй пары ног клещей всех половозрастных фаз, а также на третьей паре у самцов и на четвертой у самок, мужских и женских протонимф и мужских телеонимф. Амбулакры второго вида состоят из булавовидной присоски и короткого членикового стебелька. Такие амбулакры имеют только самцы на четвертой паре конечностей. У всех протонимф псороптоидных клещей отсутствуют щетинки на нижней стороне вертлугов: первой-третьей пар конечностей, тогда как у телеонимф и половозрелых особей здесь имеется по одной волосовидной щетинке (Л.Л. Демьяненко, 2004).

Биологию клещей-накожников изучали многие исследователи — Н.О. Оленев (1932), М.А. Палимпсестов (1946-1948), Д.О. Приселкова (1949), В.Б. Дубинин (1954), А.П Гончаров (1960), В.И. Ильященко (1981, 1985), Л.Л.

Демьяненко (2004) и другие. Они установили, что накожники принадлежат к постоянным паразитам, так как они размножаются только на животных, а во внешней среде сохраняются непродолжительное время. Клещи на всех фазах ведут постоянно паразитический образ жизни (В.Б. Дубинин, 1954);

Уже в 1880 году Меньен описал цикл развития накожников. Он, однако, предполагал, что самки клещей при развитии проходят личиночную и две нимфальные фазы, а самцы личиночную и только одну нимфальную фазы.

М.А. Палимпсестов (1948) экспериментально установил, что в своем развитии клещи проходят 5 основных стадий: яйца, личинки, протонимфы, телеонимфы и; взрослой особи; Превращение одной фазы в другую происходит путем линьки. В эти периоды клещи впадают во временное состояние покоя, в течение которого наблюдается гистолиз всех внутренних органов; за исключением нервной и половой систем, а затем бурно протекают процессы гистогенеза, формирующие особь следующей фазы развития.

Наблюдения М.А. Палимпсестова (1947) над развитием чесоточных клещей-накожников показывают, что для них характерен хризалидный тип метаморфоза, то есть при постэмбриональном развитии «часть органов личинки или других фаз, а иногда и целые отделы е тела подвергаются распаду или целиком отбрасываются; При этом органы взрослого животного формируются или из недифференцированных клеток зародыша или личинки, или же путем передифференцирования дифференцированных тканей личинки»

(Иванов, 1937).

Известно также, что развитие самцов при благоприятных условиях существования протекает быстрее и завершается в течение 14-15 суток, так как длительность развития самок равна 18-20 суткам. Такое ускоренное развитие самцов, достигающих половой зрелости ко времени достижения женскими особями фазы телеонимфы, стоит в связи с тем, что самцы копулируют не с самками, а с телеонимфами (В.И. Ильященко, 1984).

Длительность развития псороптоидных клещей на теле инвазированных животных в значительной мере зависит от условий окружающей среды и сезонов года. Оптимальные условия бывают осенью и зимой. Яйца созревают за 3-6 дней. Развитие от яйца до взрослого клеща продолжается в среднем 15- дней. При этом развитие самца протекает в 14-17 (в среднем 15) дней, а самки в среднем 19) дней.

В.В. Бауман (1946) и М.А. Палимпсестов (1946) показали, что на скорость развития клещей-накожников влияние оказывает температура и влажность прикожного слоя воздуха. Так, при температуре 25-32°С и относительной влажности воздуха 19-24% все развитие от яйца до половозрелого состояния клещи завершают в течение 17-20 суток; при снижении влажности до 13-18%, но той, же температуре, развитие растягивается до 30-37 суток. При влажности 8,2-12,8% и температуре 27-35°С, срок развития растягивается до 48-55 суток, а при снижении влажности до 6,2-7,8% (при той же температуре) яйцекладка вообще прекращается. При наступлении неблагоприятных условий, когда резко снижается влажность воздуха, телеонимфы клещей, а также, вероятно и их яйца могут впадать в состояние диапаузы, продолжающейся в течение пяти-шести месяцев.

Д.О. Приселковой (1954) было установлено, что полный цикл развития клещей-накожников при температуре 36-37°С и относительной влажности 85%, происходит за 17-18 дней, но может затянуться до 1-3 месяцев при более низкой температуре и влажности. Эти данные были получены на клещах, собранных из ушных раковин кроликов и коз.

размножению можно судить на основании произведенных Герлахом исчислений; он вычислил, что если взять за основу для одного клеща-самки только 15 яиц, из которых развивается в среднем 5 самцов и 10 самок, то при благоприятных условиях развития и жизни каждая пара клещей в течение трех месяцев через шесть поколений даст потомство в полмиллиона клещей-самцов, в один миллион клещей-самок.

Изучая особенности биологии размножения Psoroptes cuniculi Л.Л. Демьяненко (2004) утверждает, что на день появления самцов-имаго женские особи достигают в своем развитии лишь фазы протонимфы. Самцы соединяются с женскими протонимфами в копулятивные пары. Однако женские протонимфы и телеонимфы не имеют копулятивного:(полового) отверстия. Оно есть только у самок-имаго,- и располагается на вершине копулятивного соска, на спинной стороне туловища, над верхним сводом анального клапана, справа или слева от средней линии. После спаривания самец удерживает своими копулятивными присосками самковую особь за копулятивные бугры в течение всего срока е развития, от протонимфы до телеонимфы и ее хризалидной стадии включительно.

По наблюдениям В.И. Ильященко (1984) самец фиксирует на себе нимфу, происходит копуляция и осеменение е самцом в момент выхода самки из оболочки телеонимфы. После этого самец покидает е и фиксирует следующую нимфу. Самка-имаго, выйдя из кутикулярного мешка хризалидной телеонимфы, живет самостоятельно. Осемененные самки являются; инвазионными и представляют главную опасность в возникновении заболевании.

По данным отечественных и иностранных авторов (А.И. Метелкин, 1940;

Д.Е. Ненюков, 1933; И.П. Орлов, 1951; А.П. Гончаров, 1959; L.G. Arlian, 1981) устойчивость клещей вне организма-хозяина зависит от условий их существования во внешней среде и, главным образом, от температуры и влажности. Установлено, однако, что клещи-накожники в этих условиях сохраняют жизнеспособность более продолжительное время, чем зудни.

Большое практическое значение и эпизоотологический интерес представляют собой следующие данные, приводимые А. П. Гончаровым (1959) температура от -5 до -8°С при 80-95% относительной влажности приводит к гибели всех фаз развития клеща по истечении 48 часов. При температуре -18 до -20°С и при относительной влажности 69-73% все клещи гибнут через 18 часов.

При температуре от +2,5 до +10°С и при относительной влажности 72-92% клещи погибают через 12 дней. При 80°С и выше все клещи гибнут через минуту или меньше.

Температуру в 80°С и выше, зимой от -5 до -20°С и ниже можно использовать для уничтожения кроличьего накожника во внешней среде. Во внешней среде при температуре от +16,5 до +23°С и при 90-95% относительной влажности кроличий накожник выживает до 22 дней.

По утверждению L.G. Arlian (1981) клещи Psoroptes cuniculi во внешней среде могут оставаться жизнеспособными от 4 до 21 дня или даже в течение многих недель (S. Stein, S. Walshaw, 1996).

Д.Е. Ненюков (1933), исследуя жизнеспособность клещей-накожников при различных условиях вне организма кроликов, получил следующие данные. При комнатной температуре клещи сохраняют жизнеспособность 8 дней в суховоздушной среде (эксикатор с серной кислотой), 12 дней клещи живут во влажной среде, в обычных условиях и при комнатной температуре — 15 дней, в термостате при 40°С - 15 дней и летом на воздухе - 26 дней.

К.Е. Smith, R.Wall, Е. Berriatua, N.P. French (1999) в лабораторных условиях изучали влияние температуры и влажности на выживаемость клещей Psoroptes cuniculi. При этом ими были получены следующие результаты, когда клещей содержали при 95% влажности, максимум выживаемости снижался линейно с увеличением температуры примерно от 15 дней при 9°С до 5 дней при 30°С.

Взрослые самцы имели более низкий средний максимум выживания, чем любая из других стадий жизненного цикла клещей. Отмечено небольшое, но существенное влияние влажности на выживаемость Psoroptes cuniculi. Уровень 50%-ной относительной влажности, чем при 55-65%-ной.

По данным Л.Л. Демьяненко (2004) клещи вне - организма - хозяина чувствительны к низкой температуре. Так, на свету, при 0°С клещи погибают через 6 суток, при -4°С через 48 часов, -20°С - 18 часов, -25°С - 12часов. При температуре +25°С и влажности 85% клещи выживают до 25 дней, при влажности менее 50% клещи живут 12 дней, при +33°С только 2 дня.

В затемненном помещении при температуре +17°С и влажности воздуха 85% клещи погибаю через 10 суток, при +12°С - через 12 суток.

Н.П. Орлов (1951) описывает случай, когда клещи-накожники, собранные с больной лошади и хранившиеся в неотапливаемом помещении, в условиях закрытой и залитой парафином пробирки сохраняли жизнеспособность и подвижность в течение полутора лет.

Некоторыми учеными предпринимались попытки инвазировать чесоточными клещами взятых с кролика других животных; так, например, Mathieu (1876), получил легкую инвазию у лошади, Delorme (1926), пытался инвазировать молодого павиана, помещая на выбритую кожу его головы снятыес уха кролика чешуйки с клещами. Спустя 5 дней содержания клещей в таких условиях кожа павиана на указанном участке утолщалась, покрылась желтоватыми чешуйками, в которых находились клещи, но последние затем самопроизвольно исчезли уже через 7 дней (А.И. Метелкин, 1940).

А.А. Водяновым (1986) проведен эксперимент - валушку 9-10-мес в слуховой проход помещен клещевой материал, взятый из ушных раковин больного псороптозом кролика. В тот же день и последующие дни животное беспокоилось, мотало головой. Через 3 суток после подсадки клещей — кожа внутренней поверхности ушной раковины болезненна, гиперемирована; через суток — поверхность кожи покрыта корочкой подсохшего экссудата, животное не беспокоится; через 17 суток корочка отпала, поверхность кожи без изменений, при исследовании чешуек эпидермиса клещей не обнаружено. При дальнейшем клиническом обследовании в течение 56 дней признаков заболевания не установлено.

Доказано, что ушные клещи Psoroptes cuniculi паразитируют у кроликов только в ушных раковинах (В.Б. Дубинин, 1954), однако, иногда они могут выползать из уха на тело и некоторое время пребывать там, а потом перебираться к другому животному (Sweatman, 1958; А.Н. Макаревский, 1931).

В.Б. Дубининым (1954) было высказано предположение, что локализация клещей P. cuniculi только в ушных раковинах связана с характером потоотделения у кроликов, у которых заметного отделения пота не наблюдается и кожа лишена потовых желез. На человеке клещи-накожники не паразитируют.

Н.П. Орлов (1961) утверждает, что различные виды или разновидности чесоточных клещей паразитируют не только на строго специфическом хозяине, но и на специфическом месте поверхности, тела животных, с которого всегда начинается развитие клещей. Определение мест специфической локализации клещей может в значительной степени облегчить диагностику кожных заболеваний и позволит своевременно выделить больное животное, этим самым прервать эпизоотию в самом начале, а также способствовать решению некоторых вопросов терапии.

1.2. Эпизоотология и патогенез псороптоза кроликов Псороптоз кроликов широко распространенное заболевание, регистрирующееся повсеместно. Общая пораженность в хозяйствах превышает 25%. В' отдельных хозяйствах, где культивируется калифорнийская порода, она достигает 91,5%. Заболеваемость взрослых животных калифорнийской породы в пределах 65,5% - самцов и 84,4% -самок, 6-8% - крольчат. Заболеваемость взрослых кроликов других пород достигает 40%, а крольчат - 4,2% (А.К.

Комаров, А.П. Гончаров, И.Л. Смирных, 1975; А.И. Майоров, 1982;.Т.С.

Катаева, 1989;. А.П. Гончаров (1957)) указывал, что степень пораженности кроликов псороптозом зависит от возраста последних. Так, кролики в возрасте старше года поражаются в большей степени (76,4%), значительно меньше молодые животные от 8 до 12 месяцев (17,9%), а минимальная пораженность наблюдается у крольчат в возрасте 4-8 месяцев (5-6%).

Наиболее интенсивное заражение кроликов псороптозом, по данным Банколе Адетунджи и А.И. Майорова (2001), происходит при случке, в подсосный период и во время отсадки молодняка; крольчата, как правило, инвазируются ушной чесоткой от самок. И.В. Петрухин (1993) также утверждает, что подсосные крольчата заражаются чесоткой от матерей, когда клещи переползают на них из ушей матери. По данным Т. Donko (1999) передача псороптоза от матери к крольчатам играет большую роль в распространении данного заболевания, чем передача между животными.

Распространение инвазии происходит при отсадке молодняка, групповом содержании самцов, через предметы от больных животных (клетки, ящики, гнзда, кормушки, поилки, уборочный материал), а также через обслуживающий персонал (А.К. Комаров, А.П. Гончаров; Л.Г. Уткин, 1987).

По данным Т.С. Катаевой (1989) значительную роль в распространении псороптоза играют и скрытые носители клещей - клинически здоровые кролики, в наружном слуховом проходе и на барабанной перепонке которых обитают активные имаго и телеонимфы. Скрытое носительство и внедрение клещей в среднее и внутреннее ухо периодически обостряют вспышки болезни (В.Д. Кузнецов, 1997).

Основным источником заноса инвазии являются больные ушной чесоткой кролики, поступающие из других кролиководческих хозяйств, для воспроизводства стада, которых без должного карантина размещают со С.А. Староверов, 2003).

Условия, способствующие распространению - скученное содержание, перегруппировки животных, повышенная влажность в помещениях и не рациональное кормление (В.В. Дубинин, 1954; М.В. Якубовский, 1991;

А.А. Draz, 1993; Т. Donko, 1999).

М.А. Палимпсемтов (1946) выяснил основные факторы, определяющие возможность размножения чесоточных клещей, следовательно, выявил и возможности возникновения эпизоотии накожниковой чесотки, решающим фактором здесь является влажность прикожного воздуха и состояние эпидермиса. Степень влажности определяет также и характер развития клещей.

При относительно благоприятных условиях влажности образуются чаще всего вегетирующие популяции, при неблагоприятных - генеративные популяции (расселяющиеся самки-хризалиды). При дальнейшем снижении влажности образуются летующие (переживающие лето) популяции. Это тоже самкихризалиды, которые впадают в состояние покоя. Данные популяции при наступлении благоприятных условий начинают вегетативное размножение.

Таким образом, выяснилось, что наиболее благоприятным периодом для чесоточных клещей в силу повышенной влажности является зима, и, наоборот, в летние месяцы из-за сухости воздуха для них создаются неблагоприятные условия. Летом большая часть клещей впадает в состояние анабиоза.

Вегетативное размножение начинается лишь в октябре-ноябре и особенно интенсивно происходит в декабре-феврале (Н.П. Орлов, 1961).

Как утверждает Н.П. Орлов (1961), в развитии эпизоотии, несомненно, играет большую роль и физиологическое состояние кожи в различные периоды года. Первый период это период регенерации, который совпадает с маемсентябрем, а второй период физиологической атрофии растягивается с октября по апрель. Период регенерации сопровождается утолщением клеток эпидермиса за счет клеток росткового слоя. Все входящие в состав кожи элементы (сосочковый и ретикулярный слои) хорошо отграничены друг от друга, кровеносные сосуды сильно разрастаются.

В период физиологической атрофии, наоборот, затухают и прекращаются процессы формирования и роста новых элементов. Начинается атрофия элементов входящих в состав кожи. Общая толщина кожи уменьшается в 2- раз.

В.Б. Дубинин (1950) связывает период физиологической атрофии кожи с эпизоотией чесотки, очевидно, что в это время клещи легче всего могут повреждать истонченную кожу.

Уместно отметить, что заметную роль в эпизоотологии псороптоза кроликов могут играть и погибшие псороптозные животные, на которых в помещении клещи остаются до 11 суток. Доказано, что во внешней среде, в диапазоне температур +18°С – +24°С и относительной влажности 55-70% клещи остаются живыми 18-22 дня. В этих условиях клещи весьма активны и в течение минуты покрывают расстояние в 1 см. Переползающие на здоровых кроликов с больных клещи могут находиться на теле до 13-22 дней (А.И.Майоров, 1982).

По данным В.Б. Дубинина (1954) поселившись на коже животного, клещи в процессе своей жизнедеятельности повреждают е и этим нарушают е нормальные функциональные свойства.

Взрослые клещи в ушной раковине прокалывают эпидермис и питаются внутритканевой и клеточной жидкостями; ранку обхватывают третьим члеником педипальп, этим самым, препятствуя растеканию лимфы (Н.О: Оленев,1932;

Д.О. Приселкова,1949; В.И. Ильященко,1982).

А.И. Майоров(1986, 1987, 2001) и Банколе Адетунджи (2001) в патогенезе псороптоза выделяют две стадии воспаления — папулезную и везикулезную и отмечают, что пустулезная стадия, как правило, переходит в мокнущую экзему с последующим переходом в корочковую стадию. Вследствие патологических изменений, происшедших в коже, и перемещения в ней клещей животные испытывают сильный зуд, а кожа воспаляется. Воспаление сопровождается экссудацией, питание кожи ухудшается, клетки рогового слоя перерождаются.

Под действием этих причин роговые клетки отторгаются в виде чешуек. Помимо этого воспалительный процесс, сопровождаемый экссудацией в сосочковый слой и серозной инфильтрацией эпидермиса, приводит к возникновению узелков (papula) и пузырьков (vesicula). Пузырьки при проникновении в них гноеродных бактерий превращаются в гнойнички (pustula).

Содержимое вскрывшихся пузырьков и гнойничков вместе с серозным инфильтратом подсыхает и образует более или менее толстые корки.

Патогенез при псороптозе складывается из механического и токсического воздействия накожников и вторичных процессов, возникающих в коже в результате расчесов и инфицирования. Psoroptes cuniculi ползают по коже животного и раздражают кожные рецепторы своими длинными щетинками на конечностях, вызывая первичный зуд. Клещи, имея сильно вытянутые хелицеры, своим хоботком прокалывают эпидермис и выделяют токсический секрет, что вызывает развитие воспалительного процесса. Под влиянием механического и химического раздражения кожных рецепторов возникает вторичный зуд. При значительном поражении наблюдается нарушение обмена веществ и изменения в центральной нервной системе (М.В. Якубовский, 1991).

М.Ш. Акбаев (1992) с соавторами утверждает, что при обширных поражениях наступает интоксикация организма и развитие дистрофических процессов во внутренних органах.

Доказательством того факта, что клещи-накожники образуют продукты, всасывающиеся в организм кролика, является возможность получения преципитиновой реакции при смешении кровяной сыворотки инвазированных кроликов с антигеном, изготовленным из растертых клещей того же вида.

Д. Уэйклин (1983) утверждает, что эктопаразитические кровососущие членистоногие вызывают ряд изменений в коже хозяина и во многих случаях делают организм хозяина неподходящим для их дальнейшего питания, то есть хозяин приобретает резистентность. Иммунологические реакции гиперчувствительности немедленного и замедленного типа, инициированные антигенами, присутствующими в слюне и других секретах паразита, являются главными компонентами таких изменений.

По данным В.А. Полякова (1990) вследствие раздражения тканей развивается гиперсекреция желез, что еще больше повышает влажность в очаге поражения и способствует развитию клещей.

Поселившись в излюбленном месте, чесоточные клещи вызывают механическое раздражение эпидермиса, что еще более усиливается выделением ядовитой слюны клещей. В связи с этим появляется зуд в местах локализации клещей. Однако по мере развития процесса зуд может быть и аллергического характера и появляться даже в тех местах, где нет клещей. Несколько позже на пораженных местах появляется кожная сыпь. Вначале появляются различной величины папулы, образовавшиеся вследствие серозно-клеточной инфильтрации сосочкового слоя кожи и слоев эпидермиса. В дальнейшем на вершине папулы скопляется серозная жидкость, и она превращается в пузырек.

При проникновении в содержимое пузырька гноеродной инфекции пузырек приобретает характер пустулы, через несколько дней пузырек или пустула лопается и на их месте образуется небольшая, красноватая, сухая корочка.

Вследствие расчесов к изливающейся из пузырьков серозной или гнойной жидкости может примешиваться кровь, от чего корки становятся более сухими и плотными.

А.Ф. Кузнецов (2001) описывает патогенез псороптоза так, активно питаясь, клещи воздействуют на кожу механически, токсически и аллергенно. В пораженных участках кожи развивается диффузная клеточная инфильтрация, нарушается питание волосяных луковиц, что приводит к выпадению шерсти. В местах укусов появляется экссудат, он подсыхает и, вместе с отторгнутыми клетками, образует на поверхности кожи жирные корки. В результате сильного зуда появляются большие по величине кровоточащие участки, на которые попадает секундарная микрофлора. Значительные изменения происходят в различных системах организма, вследствие клещевой интоксикации.

А.И. Метелкин (1940) утверждает, что под влиянием тех или иных воздействий паразитов инвазированные ими кролики проявляют сначала резко выраженные признаки поражения кожного покрова, а затем, при хроническом течении болезни, обнаруживаются симптомы общего влияния паразитов на организм животных, выражающиеся, главным образом, истощением последних.

Если животное не лечить, то структура и функции кожи длительное время не восстанавливается и заболевание приобретает хроническое течение.

1.3. Клинические признаки и диагностика псороптоза Инкубационный период при псороптозе кроликов составляет, по данным В.А. Полякова (1990) 10-18 суток, а по данным Л.Г. Уткина (1987) - 1-5 дней.

Описывая клинику заболевания, сообщается, что при попадании в ухо единичных экземпляров клещей клинические явления начинают проявляться через 10-14 дней в виде гиперемии. По мере развития процесса у животных снижается аппетит, иногда они трясут головой и чешут лапками уши.

В.П. Рютова (1985) различает острое и хроническое течение инвазии;

Л.Д. Дьяконов с соавторами (1985), В.А. Поляков (1990) - острое, подострое и хроническое, а Т.С. Катаева (1989) кроме названных выше, выделяет также и бессимптомное течение, при котором клинические признаки не проявляются, однако в слуховом проходе и на барабанной перепонке обнаруживают клещей Psoroptes cuniculi.

распространяется с ушной раковины на примыкающую к ней часть шеи, а также на пальцы грудных и тазовых конечностей. На коже ушных раковин появляются массивные слоистые корки темно-бурого цвета, и выделяется желтоватый гной, со зловонным запахом (В.П. Рютова, 1992). Ушные раковины болезненны. Затем процесс переходит в ткани среднего и внутреннего уха. При прободении барабанной перепонки развивается «кривоголовость». У кроликов «кривоголовость» является следствием воспалительного процесса осложненного секундарной микрофлорой (В.Д. Кузнецов, 1997; N.P. Kurade). Координация движений нарушается - кролики падают.

Подострое течение характеризуется локализацией болезненного процесса в ушной раковине с образованием вначале чешуек, а позднее толстых корок. При хроническом течении болезни в ушной раковине обнаруживают чешуйки.

По данным А.И. Майорова (1986(1987)) клиническая картина поражения при ушной чесотке у кроликов обуславливается степенью инвазии: слабая форма, средняя, сильная и осложненная.

Слабая форма сопровождается зудом, гиперемией кожи в слуховом проходе и завитковой части ушной раковины.

Средняя форма сопровождается усилением зуда, образованием в слуховом проходе и завитковой части ушной раковины корок и струпьев серокоричневого цвета, снижением на 10-15% живой массы.

При сильной форме как в проксимальной завитковой, так и в дистальной ладьевидной части ушной раковины образуются толстые и плотные корки с нагноением, на 25-35% снижается масса тела.

Осложненная форма характеризуется нагноением и истечением ихорозногнойного экссудата. При расплавлении барабанной перепонки воспалительный процесс переходит на среднее ухо, а затем - на внутреннее. При поражении вестибулярного аппарата у животных отмечают «кривоголовость», менингит, абсцессы мозга и сепсис.

Банколе Адетунджи (2001) в развитии ушной чесотки выделяет шесть основных стадий (периодов) развития болезни и три формы клинического е проявления.

Продромальная стадия предшественников наступления болезни характеризуется отсутствием характерных признаков, однако у животных в этот период наблюдается беспокойство, пониженный аппетит.

Вторая стадия (усиления болезни) характеризуется зудом, кролики расчесывают уши лапами, трясут головой. Участки кожи в наружном слуховом проходе и в завитковой частях ушной раковины гиперемированы и отечны.

регионарные лимфоузлы увеличены. Проксимальная завитковая и дистальная ладьевидная части ушной раковины покрыты струпьями и корками. Из ушной раковины часто наблюдается сначала серозное, а затем гнойно-ихорозное истечение.

Клиническую картину подразделяют на три формы: типичную, атипичную и осложненную.

Типичная форма характеризуется зудом, гиперемией кожи в слуховом проходе и завитковой части ушной раковины и образованием, сначала струпьев серо-коричневого цвета, которые в последствии превращаются в толстые и плотные, с нагноением корки.

Атипичная форма ушной чесотки преимущественно регистрируется у крольчат до 4 месяцев и часто заканчивается летальным исходом.

Осложненная форма псороптоза у кроликов характеризуется нагноением, истечением сначала серозного, а затем гнойно-ихорозного экссудата. При прободении барабанной перепонки у кроликов наблюдается «кривоголовость».

Воспалительный процесс может распространиться на мозговые оболочки, вызывая менингит, абсцессы мозга и сепсис.

По мере развития чесоточного процесса, в организме животных развивается интоксикация продуктами распада клеточных элементов и в результате всасывания ядовитой слюны клещей и их экскретов. На почве этого у больных животных развиваются явления эозинофилии и гемолитической анемии, больные животные становятся предрасположенными к другим заболеваниям.

А.Ф. Кузнецов (2001) отмечает, что типичным для псороптозного процесса является исхудание. Такие животные подвержены переохлаждению и нередко заболевают и гибнут от воспаления легких. Клещевая интоксикация приводит к значительным нарушениям в почках и печени.

По данным А.И. Метелкина (1940) накожниковая чесотка начинается на внутренней поверхности основания ушной раковины. Клещи-накожники производят своими челюстями мелкие ранения поверхности кожи, в этих местах возникают мелкие папулки розового цвета, в центре которых затем образуется сначала серозный, а потом гнойный экссудат. Эта стадия болезни была названа Гмейнером - папуловезикулярной. Вскоре отдельные везикулы сливаются между собой, образуя пузырьки на покрасневшем кожном покрове. Пузырьки затем разрываются, содержимое их вытекает наружу и засыхает в желтые струпья, которые, накопляясь, могут покрывать собой всю внутреннюю поверхность ушной раковины. D. Chandra (1990) утверждает, что при расчесывании кроликами поврежденных ушных раковин к воспалительному процессу присоединяется вторичная микрофлора (Staf. albus, E.coli), что еще более усугубляет данное заболевание.

С другой стороны, инвазия кроликов может не ограничиваться органом слуха, но поражать и другие части тела. Зейнфрид приводит ряд сведений об обнаружении чесоточных поражений с наличием в них клещей-накожников на различных частях головы, на шее, на туловище и даже на пальцах ног. Также обнаружены подобные случаи необычной локализации клещей-накожников.

По данным Ф. Гутира (1934) первым и постоянным симптомом заболевания является кожный зуд, одновременно с которым или вскоре после его появления кроме красных пятен на месте уколов замечаются также узелки, пузырьки и даже пустулы в коже, которые в короткий срок покрываются сначала маленькими, а затем все более толстыми и большими, склеивающими волосы в пучки струпьями или корками; кожа при этом становится более толстой, плотной и собранной в складки. Вследствие расчесывания и растирания болезненные поражения могут усилиться и вызвать изменение первоначально чистой картины болезни. В дольше длящихся случаях заболеваний, равно как и при сильном распространении поражений замечается все более усиливающееся исхудание.

По данным В.В. Бурик и В.В. Бондаренко (1991) больных кроликов отмечается кахексия, основные изменения имеют место в области головы — местная реакция, гиперемия кожи, повышение температуры в области затылка.

Кролики малоподвижны, неохотно поедают корм; отмечается сильный зуд, при этом животные проявляют беспокойство, лапами расчесывали ушные раковины, производили манежные, винтообразные движения. В ушных раковинах скапливались грязно-коричневые корки с примесью крови, у некоторых особей имели место изъязвления.

Установлено, что клиника заболевания псороптозом и тяжесть его неодинакова у разных пород. Так, кролики шиншилла менее подвержены псороптозу, чем кролики калифорнийской породы. Считают, что у первых заболевание имеет две формы - лгкую и тяжлую (А.П. Гончаров, 1957), а вторые - 4 формы - субклиническую, лгкую, среднюю и тяжлую (Т.С.

Катаева, 1989).

Диагноз на псороптоз ставят комплексно с учетом эпизоотологических данных, клинических признаков и результатов микроскопических исследований соскобов кожи.

Материал исследуют на обнаружение мертвых клещей или их фрагментов (мортальные методы), либо на выявление живых подвижных клещей (витальные методы) (М.Ш. Акбаев,1994, М.В. Якубовский, 1991).

При взятии соскоба необходимо помнить, что паразиты располагаются по периферии очага поражения, а не в центре его (Д.О. Приселкова, 1949).

Следовательно, взятие соскоба необходимо производить на границе между измененной чесоточным процессом и внешне здоровой кожей.

Если собираемые паразиты не нужны для постановки следующих экспериментальных исследований, то можно применять методы микроскопического исследования соскобов кожи, обработанных составами, растворяющими корки и чешуйки эпидермиса кожи животных. В практике обычно применяют 10%-ный раствор едкого кали или едкого натра.

На границе пораженного и «здорового» участка при помощи скальпеля или ложечки с заточенными краями берут соскоб и помещают в бактериологическую чашку, затем соскобы заливаются 10%-ным раствором едкого кали или натра на 12 часов, до размягчения корок. Этот процесс можно ускорить подогреванием в течение 10-20 минут. После размягчения корки переносят на покровные стекла, накрывают покровным стеклом и исследуют под микроскопом (В.Б. Дубинин, 1954).

Д.О. Приселкова (1949) предложила обрабатывать чешуйки и корочки керосином, под действием которого они просветляются и размягчаются. В таком просветленном соскобе клещи хорошо видны при просмотре препаратов при малом увеличении микроскопа.

Методы Добычина (1940-1941) основаны на концентрации паразитов на поверхностной пленке растворов в центрифужной пробирке. Вайд (1938) рекомендует залить соскоб в пробирках водой (1:3), подогреть на водяной бане 15 мин, добавить три части глицерина и отстаивать эту смесь в течение часа или центрифугировать 15 минут. Основная масса клещей при этом всплывает на поверхность жидкости, откуда они собираются петлей и исследуются под микроскопом. Добычин (1940-1941) предложил соскоб заливать 10%-ным раствором едкого кали, затем подогреть над спиртовкой в течение 1-2 минут и доверху заполнить пробирку 55%-ным раствором сахара. Через 5 минут все клещи и их яйца всплывают на поверхность раствора.

Методы Шика (1940) и Андриенко (1943) основаны на осаждении паразитов на дне сосуда. Шик предложил соскоб помещать в цетрифужную пробирку, залить 10%-ным раствором едкого натра и подогреть несколько раз в течение 15минут на пламени спиртовки. После растворения корок пробирки центрифугировать в течение 10-15 минут, жидкость слить, а осадок исследовать под микроскопом. Андриенко предложил прибор, состоящий из укрепленной в штативе стеклянной воронки, на конец которой надета резиновая трубка с зажимом. Воронку заполняют водой (100 куб. см.) подогретой до 50°С. Соскоб весом 1-2 г помещают на поверхность воды в воронке. Клещи, выползающие из корок, тонут и концентрируются в резиновой трубке. Через 45 минут, ослаблением зажима вода из трубки спускается в пробирку и центрифугируется 1-2 минуты. После этого вода сливается, а осадок исследуется под микроскопом или к осадку добавляется насыщенный раствор гипосульфита и клещи из осадка всплывают на поверхность жидкости, собираются петлей, переносятся на предметные стекла и исследуются под микроскопом.

Для изучения живых чесоточных клещей применяют «витальные методы», которые исключают применение каких-либо растворов, могущих убить паразитов. Богданов (1936) предложил для обнаружения клещей-накожников помещать соскобы на черную бумагу, на которой при температуре 25-30°С клещи начинают двигаться, и хорошо видны. Приселкова (1949) успешно переворачивается крышкой вниз и ставится на сосуд, наполненный водой, подогретой до 50°С. Через 10-15 минут клещи выползают из корок и начинают ползать по стеклу крышки. По прошествии времени крышку исследуют под микроскопом.

Наиболее эффективными и простыми из «мортальных методов» являются методы, предложенные Добычиным и Приселковой (1949), а из «витальных методов» - методы Шика (1940) и Приселковой (1949).

Для экспресс-диагностики чесотки у кроликов Р.В. Сковронский (1984) предложил метод, основанный на обнаружении под микроскопом чесоточных клещей в поверхностной пленке при обработке соскоба насыщенным раствором поваренной соли.

Был предложен метод диагностики псороптоза с применением молочной кислоты в пораженных участках кожи.

Л.Л. Демьяненко (2004) утверждает, что в организме кроликов больных псороптозом присутствуют антитела, которые могут быть выявлены с помощью специфических антигенов в РА на стекле и кольцепреципитации. Данные иммунных реакций могут быть использованы для лабораторной диагностики псороптоза кроликов.

1.4. Терапия и профилактика псороптоза в кролиководстве Для борьбы с псороптозом кроликов в ветеринарной медицине известно немало средств. Лечение было направлено на нормализацию функций всего организма. Допускалось комбинированное лечение: внутренняя терапия и одновременное лечение местных поражений. Тогда наиболее распространнным считалось применение серы и препаратов на е основе, которые задавались внутрь; применялись наружно в форме порошков, линиментов, мазей и мыла.

Самой простой формой мази была смесь серы с животным жиром. В более сложные мази (Алибера, Яссера, Прингля, Гальмериха, Вилькинсона), наряду с серой, вводили углекислый калий, нитроглицерин; лавандовое, коричное, мятное масло или свиной жир, сернокислый цинк, лярд, корень белой чемерицы, мел и т.д.

Но мази, как препаративная форма акарицидных средств, получили в ветеринарии незначительное распространение, т.к. при нанесении на кожу они вызывали склеивание шерсти и нарушение кожного дыхания; необходимо было многократное нанесение мази на пораженное место для достижения терапевтического эффекта. Практиковалось также применение линиментов и мыла.

Во Франции было предложено применение сернистого газа в газовых камерах для лечения чесотки и получило широкое распространение в Европе (Rebiger H., Erlich K., 1920). Но, вследствие многочисленных случаев отравления животных газом, метод газовой терапии был заменн в 50-х годах более эффективным с применением эмульсий и препаратов.

В 1933 г. М.П. Демьянович предложил метод гипосульфитотерапии.

Сернистый ангидрид, образующийся в результате реакций, обуславливал гибель подвижных стадий клещей, но не убивал их яйца. К тому же, перед его применением, требовалось сначала размягчить корочки в месте поражения.

Наиболее распространнными в ветеринарной практике являются растворы, эмульсии и суспензии. В качестве акарицидов применяли растворы мышьяка, нафталанскую нефть, анабазин – сульфат, эмульсии бесфенольного креолина (Friedberger F., Frohner E., 1904; А.М. Приселков, 1942) В 1950 – 1970гг. произошло внедрение в производство хлорированных углеводородов, фосфорорганических, карбаматных соединений, синтетических пиретроидов и др. Первыми для лечения животных были применены ДДТ и ГХЦГ, в виде растворов на бензине, растительном масле, рыбьем жире, в форме дуста (Baker D.W., 1949; В.И. Мутовин, 1949; Н.П. Орлов, 1949; А.М. Приселков, 1950; М.А. Палимпсестов; Г.С. Назаров, 1955). Но, со временем, выяснилось, что ДДТ, нанеснный на кожу, сильно кумулируется в организме животного и выделяется с молоком (Carter R.H. c соавторами, 1948; Baker D.W.,1950). Далее применение ДДТ запретили.

Больные псороптозом животные, а также подозрительные в заболевании должны быть, как можно раньше изолированы и подвергнуты лечению.

Заболевших животных помещают в отдельные чистые, сухие и светлые помещения. Им следует давать обильный и разнообразный корм, богатый витаминами. Как отмечает Л.И. Беспалов (1969), хорошие условия содержания, ухода и кормления играют большую роль в лечении чесотки, так как повышают сопротивляемость организма животных.

В борьбе с псороптозом применялись препараты различных химических групп (хлорированные угреводороды, фосфорорганические соединения, в последние десятилетия препараты группы синтетических пиретроидов и авермектинов).

При лечении чесотки у кроликов Ф.П. Горбунов, О.М. Протопопова (1935), Л.М. Кенигсберг (1938) рекомендуют метод гипосульфитотерапии, предложенный проф. Демьяновичем для борьбы с чесоточными заболеваниями людей и животных.

Этот метод заключается в том, что на пораженные участки путем втирания наносится 60% водный раствор гипосульфита и после его высыхания наносится путем втирания 5-10% водный раствор соляной кислоты. Обработка гипосульфитом и кислотой повторяется через 3-5 часов, а иногда к ней прибегают и в третий раз.

Метод Демьяновича основан на химической реакции гипосульфита с соляной кислотой, в результате которой образуется осадочная сера и сернистый ангидрит, которые оказывают губительное действие на клещей.

Однако Метелкин (1940) считает, что применение против ушной чесотки гипосульфитотерапии, как это рекомендует Кенигсберг, излишне. Скипидар в смеси с равной частью жидкого масла является, по его мнению, лучшимсредством для лечения чесотки.

Для лечения различных форм чесоточной инвазии у кроликов Воробьев (1936) рекомендует применять древесный деготь. С этой целью необходимо употреблять чистый березовый деготь - это хорошее и безвредное средство для борьбы с накожной чесоткой.

Одним из направлений в лечении псороптоза кроликов является дустотерапия, то есть применение сухих методов лечения.

Применение порошкообразщных веществ позволяет воздействовать непосредственно на паразита и длительное время создавать неблагоприятные условия для его существования.

Г.С. Назаров (1956) советует применять дусты серы с гексахлораном. По его мнению, наиболее эффективен дуст, состоящий из 6%-ного гексахлорана, 50%-ной серы и 44%-ного талька. Р.В. Сковронский и Н.Н. Угрин (1962) рекомендуют применение дуста фенотиазина в дозе по 0,5 г в каждое ухо с последующим массажем его основания. Установлено, что фенотиазин обладает не только противопаразитарной активностью, но и губительно действует на секундарную микрофлору.

Дустотерепия позволяет проводить обработку больных кроликов в любое время года.

И.В. Петрухин (1993) рекомендует использовать эмульсии с 0,02-0,04% гамма-изомером гексахлорана (гексамин, креолин бесфенольный, ТАП-85) применяя их на масляной основе.

В качестве разбавителя рекомендуется использовать различные жидкие минеральные, животные и растительные масла, не оказывающие раздражающего действия на кожу и не обладающие резким устойчивым запахом (вазелиновое или подсолнечное масло, рыбий жир и др.).

Обработку ушных раковин масляными акарицидами удобнее проводить из полиэтиленовых флаконов емкостью 0,25-0,5 л, в пробку которых вставляют трубочку с надетым на не резиновым наконечником диаметром 0,4-0,5 см. При надавливании на мягкую стенку полиэтиленового флакона акарициды свободно выливаются в нужном количестве. Для предохранения состава от остывания флаконы с акарицидом следует утеплять (В.П. Рютова, 1985).

В терапии псороптоза у кроликов нашли применение препараты серы, как в отдельности, так и в смеси с другими акарицидами усиливающими их действие.

С.С. Липницкий с соавторами (1996) для лечения животных рекомендует применять коллоидальную серу в форме 2-3% суспензии или смеси с эмульгатором (ОП-7, ОП-10, хозяйственным мылом, сульфанолом).

Р.Н. Ахмадеев, Д.К. Червяков (1985), О.Л. Коллар (1986), Т.В. Гарипов (1989(1990)), утверждают, что сульфоны и сульфоксиды оказывают сильное акарицидное действие в отношении чесоточных клещей у кроликов. В течение 24 часов 100%-ная гибель клещей наступает при применении эмульсии сульфоксида — 2%-ной, а сульфона - 5%-ной концентрации, СК50 составляет у эмульсии сульфоксида — 0,8% и сульфона — 2,4%. Данные препараты, примененные двукратно с интервалом 7 дней, в разных лекарственных формах оказывают хорошее лечебное действие при псороптозе кроликов.

Т.В. Гариповым и А.С. Гасановым (1994) было изучено влияние сульфоксидов на естественную реактивность кроликов, пораженных псороптозом и доказано, что сульфоксиды в малых концентрациях (0,5%-ной) не вызывают отрицательного действия на естественную резистентность организма кроликов. Сульфоксиды в виде 1,5%-ной водной эмульсии проявляют при псороптозе наилучший эффект, повышают БАСК, ЛАСК и ФА нейтрофилов крови кроликов.

Для борьбы с псороптозом кроликов многими учеными испытаны и рекомендованы к применению аэрозольные формы акарицидов — Н.В.

Ильященко, М.А. Симецкий (1979), П.С. Стринадкин (1980), испытали аэрозольные пены фталофоса, абата, циодрина и дикрезила. При исследовании in vivo и in vitro выявлено эффективное акарицидное действие пен циодрина и дикрезила. Гибель 100% клещей при действии этих акарицидов наступала в течение часа. М.А. Симецкий с соавторами (1985, 1993, 1999), В.В. Бурик, В.В.

Бондаренко (1991) рекомендуют применение акродекса (действующее вещество - циодрин), акрозоля, дерматозоля и псороптола. Е.А. Кудрявцев (2000) также рекомендует применение аэрозольных форм инсектоакарицидов в борьбе с псороптозом кроликов и утверждает, что препараты на основе фоксима и трихлорметафоса-3 являются эффективными средствами борьбы с возбудителями данного заболевания.

В.Г. Москалев и М.Ш. Акбаев (1989) утверждают, что бытовой инсектицид «Прима-71» обладает высокой акарицидной активностью вызывая 100% гибель клещей Psoroptes cuniculi в течение 1 часа. Выраженное акарицидное и лечебное действие не уступает действию «Аэрозоль-циодрина».

Больных и подозрительных по заболеванию животных обрабатывают аэрозольной пеной акродекса двукратно с интервалом между обработками 8- дней - по данным А.И. Майорова (1982).

A. Liebisch, M. Rahman, W. Stendel (1980) получили хороший лечебный результат после двукратного применения себацила в дозе 500-1000 мг/кг при лечении псороптоза у крупного рогатого скота, лошадей, кроликов.

Эффективным препаратом для лечения псороптоза кроликов является неоцидол, который дает 100% излечение животных (A. Malaka, S.Samy, 1965;

A.Malaka et al, 1971).

По данным C.C. Липницкого (1996) хороший результат дает применение 0,5% азунтола, 0,5% алугана, 0,25% фталофоса, 0,025% пликтурана, 0,5 % неоцидола, двукратно с интервалом 10-15 дней.

П.А. Басистый (1985) рекомендует при лечении кроликов больных псороптозом сначала промывать пораженные ушные раковины 3% раствором перекиси водорода с последующей обработкой их 10% настойкой чемерицы и молодых веточек багульника болотного на 70° спирте. Такое лечение, как, утверждает автор, несложно, высоко эффективно и ведет к 100% выздоровлению животных.

При лечении псороптоза кроликов хороший терапевтический эффект дает применение линимента из соцветий пижмы, представляющий собой масляный экстракт буровато-желтого цвета, с легким специфическим запахом (А.И:

Ятусевич с соавторами, 1997).

фосфорорганических, металлосодержащих соединений появилось новое поколение инсектоакарицидов - синтетические пиретроиды, которые обладают более высокой активностью для насекомых и клещей и менее токсичны для теплокровных. Эта группа препаратов достаточно хорошо изучена как за рубежом (К. Ashmawy, М.М. Fahmy, 1987; D.S. Kamboj, 1995 и др.), так и в России (А.И. Майоров с соавторами, 2002; Т.Г. Аббасов; В.А. Поляков 2005;

В.П. Кононов с соавторами, 1995; И.М. Плотинский, Э.В. Гончаренко, 1994; Э.

Б. Кербабаев с соавторами, 1998 и др.).

Применение пиретроидов в виде размолотых в порошок цветков персидской, далматской и кавказской ромашки рода Pyrethrum известно еще до нашей эры, но химическая структура установлена только в 50-е годы прошлого столетия. Действующими инсектицидными веществами в порошке являются производные циклопропанкарбоновой кислоты циперин-1, циперин-2, соединения — жасмолин-1, жасмолин- 2.

Синтезированные и изученные пиретроиды являются производными циклопропанкарбоновых кислот, в частности хризантемовой и монокарбоновой.

Большинство препаратов, используемьтх в практике, получено на основе перметрина, циперметрина, дельтаметрина, фенвалерата и других синтетических пиретроидов (В.Н. Жуленко, М.И. Рабинович, Г.А. Таланов, 2004).

Главное преимущество веществ этой группы - их высокая инсектицидная и акарицидная активность при выраженной селективности действия, во много раз превышающая избирательность ФОС.

Чаще всего используются такие синтетические пиретроиды, как дельтаметрин, перметрин, циперметрин, флуметрин, фенвалерат. Эти препараты действуют как репелленты, а так как они сохраняются на шерстном покрове и на коже, но не в тканях, то имеют особую ценность в борьбе с арахноэнтомозами.

Они действуют как нейротоксины на чувствительные и двигательные нервы нейроэндокринной и центральной нервной системы насекомых и клещей (Г.

Уркхарт с соавторами, 2000).

Стомозан - препаративная форма перметрина дает положительные результаты при применении его 0,05%-ной водной эмульсии при псороптозе крупного рогатого скота, овец и кроликов (П.С. Стринадкин с соавторами 1989;

Т.С. Катаева, 1989; Б.В. Андричук,1987; А.И. Афанасьева, К.Д. Архипова, И.В.

Богданов, 1996).

Т.Г. Аббасов с соавторами (1998) утверждают, что перметрин, вводимый кроликам (самки и самцы) ежедневно, в течение трех месяцев в дозах 145 и мг/кг массы тела, отрицательно влияет на воспроизводительную функцию крольчих и кролов. При этом сохранность снижается на 17%, крольчата отстают в привесе на 14,1%; у самцов снижается концентрация половых клеток на 14,7-20%, а подвижность спермиев на 18,2-25%.

Перметрин в дозе 72мг/кг массы тела при оральном введении кроликам нарушает воспроизводительную функцию самок и самцов.

Препараты циперметрина выпускаются в виде эмульгирующегося концентрата с содержанием от 8-40% д.в. до 20% смачивающегося порошка и 5%-ного раствора под названием эктамин, инта-вир, цимбуш и цинометрин, оказывающие губительное действие на эктопаразитов животных в 0,05-0,1%ных концентрациях в виде водных эмульсий (Б.А. Фролов и др., 1997; Б.А.

Тимофеев, 1997).

Б.А. Тимофеев и др. (1994) утверждает, что нанесение рекомендуемых доз препаратов циперметрина на кожу животных не вызывает изменения их общего состояния.

А.И. Майоров с соавторами (2002) рекомендует применение препарата биорекс-ГХ и креолин-Х - комплексные инсекто-акарицидные препараты, содержащие 2,5±0,25% циперметрина. Они утверждают, что масляные и водные составы биорекса-ГХ и креолина-Х в 0,005% концентрации (по циперметрину) обладают четко выраженным акарицидным действием против ушных клещей пушных зверей и кроликов. Больных животных рекомендуется обрабатывать дважды, с интервалом 7-8 дней.

В.П. Кононов, В.И. Качулин, Л.Н. Скосырских (1994) утверждают об эффективном применении при псороптозе кроликов отечественных синтетических пиретроидов на основе перметрина и альфаметрина, которые обеспечивают 100% эффективность в 0,5-0,01%-ной концентрации.

О высокой эффективности бутокса 0,005%-ной водной эмульсии (д.в.

декаметрин) и дециса (д.в. дельтаметрин) против псороптоидных клещей кроликов сообщали Б.Л. Дубовой (1999), Б.М. Багамаев (1996), А.К. Метелица и др. (1994).

Другие синтетические пиретроиды зета и фьюри (зета-циперметрин), каратэ (лямбда-цигалотрин), сумицидин (фенвалерат) и другие также широко применяются в животноводстве для борьбы с клещами (В.Н. Жуленко, М.И.

Рабинович, Г.А. Таланов, 2004).

М.Мурадян (1998) установил, что мустанг в виде 0,0015%, 0,0025% и 0,003% водных эмульсий обладает выраженным акарицидным действием при псороптозе кроликов.

По данным Б.А. Тимофеева с соавторами (1997) биохимические и гематологические показатели у лабораторных животных и овец после их обработки препаративными формами циперметрина (креохин, пурон) в терапевтических дозах колеблются в пределах физиологической нормы.

Известно, что многие членистоногие способны приобретать устойчивость к многократному применению одного и того же акарицида (Brown, 1976; Solomon, 1983; Fancon et al., 1985).

A.C. Седых, Г.М. Абеленцев, Т.И. Креманская (1985) отмечают, что применение пиретроидов приводит к образованию устойчивых популяций членистоногих к этим препаратам.

В настоящее время широко применяются в борьбе с экто- и эндопаразитами животных препараты биологического синтеза на основе макроциклических лактонов.

Авермектины - продукты жизнедеятельности актиномицетов Streptomyces avermitilis. Впервые этот гриб был выделен из почвы исследователями под руководством Сатоши Омура (Япония). Сотрудники научной лаборатории «Мерк Шарп Дом Компании» установили биологическую активность продуктов жизнедеятельности гриба, определили их высокую нематоцидную, а в последствии инсектицидную и акарицидную активность и провели химическую дериватизацию авермектинов до ивермектинов и разработали на их основе препарат - ивомек (В.Н. Жуленко, М.И. Рабинович, Г.А. Таланов,2004). По данным Б.А. Тимофеева с соавторами (1989) данный препарат обладает выраженным акарицидным действием при ушной чесотке кроликов при подкожном введении в дозе 0,1мл на животное, остаточное акарицидное действие его составляет менее 26 дней.

В России зарегистрированы зарубежные и отечественные препараты — ивомек (фирма «Шарп»), баймек (фирма «Байер»), цедектин («Цианамид Компании»), аверсект («Фармбио», Россия), рустомектин (Россия) и др.

Ивермектины это химические дериваты авермектинов. В практике применяют препараты, содержащие 1% действующего вещества в смеси глицирина, полипропиленгликоля, поливинилпиролидона или в этаноле и полиэтиленгликоле. Авермектины блокируют гамма-аминомасляную кислоту, которая играет важную роль в деятельности нервных структур нематод, насекомых и клещей. В отечественной и зарубежной литературе имеются данные об эффективном применении ивермектина при псороптозе кроликов:

Майоров А.И. (1986,1988) рекомендует применение ивермектина в дозе 0, мл/кг живой массы; в Италии R. Restani, M.P.Tampieri, G. Lorenzi (1984); Индии K.M.L.Pathak (1990), S.C. Tripathi и др. (1993), N.P. Kurade, T.K: Bhat, K.P.

Jihendran (1996); Танзании R.M. Maselle, D.M. Kambarage и др. (1995); Венгрии Т. Donko (1999, 2000); США S.K. Curtis и др. (1990,1992); Германии Р.

Hogemmister, W. Schutz (1983); Англии G.R. Egerton, L. Sewal, B.L. Robin (1983), D.D. Bowman и др. (1992), Draz (1993); Зимбабве V.S.Pandey (1987), I.Varga(1990),L. Okerman(1994).

Ивермектин представляет собой кристаллический порошок, который легко смешивается с наполнителями. Не растворим в воде, но хорошо растворяется в хлороформе, метаноле, ацетоне.

Ивермектин принципиально отличается от всех известных химических средств борьбы с возбудителями паразитов, включая левализол, бензимидазол и органофосфаты. Благодаря уникальности структуры ивермектина и способа его действия развитие перекрестной резистентности весьма маловероятно.

В иностранной литературе имеются разногласия среди исследователей относительно дозировки и кратности применения ивермектина, так V.S. Pandey (1989), СР. Srivastava (1991) сообщают, что однократное подкожное введение ивермектина в дозе 200 мг/кг веса эффективно излечивает псороптоз кроликов.

Однако S.K. Curtis (1990) утверждает, что даже двукратное введение ивермектина с интервалом 18 дней в дозе 400-440 мг/кг веса не способен полностью уничтожить клещей Psoroptes cuniculi. Н. Prosl, A.G. Kanout (1985) рекомендуют двукратное введение ивермектина в дозе 400 мг/кг веса с интервалом 4-6 дней, a Pathak двукратное введение в дозе 200 мг/кг веса с интервалом 15 дней. D.D. Bowman et al. (1992) утверждают, что повторное введение ивермектина помогает поддержать оптимальный уровень концентрации препарата в плазме для действия на клещей появившихся после того, как эффект первого введения уже снизился. По данным Varga (1990) если не проводить повторную обработку животных, то уровень инфестации возвращается к первоначальному в течение двух-трех месяцев.

S.L. Cutler (1998) вместе с ивермектином рекомендует вводить антибиотики для уничтожения вторичной микрофлоры.

М.А. Климок, А.П. Константинов, В.И. Шайкин (1999) рекомендуют применение при псороптозе кроликов препарата баймек, фирмы Байер (ФРГ), который представляет собой 1%-ный раствор ивермектина.

В настоящее время широко применяется новая лекарственная форма ивермектина - ивермек-гель. Он представляет собой гель желтоватого цвета, содержащий в качестве действующего вещества 0,1-0,2% ивермектина и дополнительные компоненты, обладающие противовоспалительным, ранозаживляющим и антизудовыми свойствами. Данный- препарат обладает высокой антипаразитарной активностью даже при однократном применении (С.А. Староверов, 2003).

Проводились исследования по влиянию препаратов ивермектинового ряда на показатели иммунного ответа у животных. По данным С.А. Даугалиевой с соавторами (2000) ивермек незначительно угнетает Т- и В-клеточное звено иммунитета, обладает сравнительно мягким иммуносупрессивным действием и при равной противопаразитарной активности предпочтительнее аналогов.

Полное излечение при псороптозе кроликов с гибелью клещей в слуховом проходе и на барабанной перепонке обеспечивает 1%-ный ивомек. Вводят его подкожно из расчта 0,02 мл на кг массы (Т.С. Катаева, 1989; Э.Б. Кербабаев, П.С. Стринадкин, А.К. Метелица, 1985; А.И. Майоров, Л.Е. Верета, 1988; Т.В.

Чучина с соавторами, 1988).

Эффективным средством для лечения псороптоза у кроликов является 1%-ный раствор моксидектина (СВ. Русаков, 1997; G.C. Fthenaris et all., 2000;

R. Wagner, U. Wendlberger; 2000).

О.П. Минина, Л.В. Клейменова (2000) рекомендуют применение иверсекта, аверсекта-3, фармацина и рустомектина.

По данным А.П. Константинова с соавторами (1997) однократное, подкожное введение дектомакса, в дозе 200 мкг/кг массы, обеспечивает стойкое выздоровление кроликов от псороптоза.

Сравнительный анализ применения различных акарицидов свидетельствует о том, что после использования многих препаратов (байтикол, бензилбензоатом, хлорацетофосом, стомозаном) в лечебных дозах около 5-15% кроликов могут оставаться носителями Psoroptes cuniculi и длительное время не проявлять признаков заболевания. При этом жизнеспособные клещи локализуются в глубоком отделе наружного уха — слуховом проходе и на барабанной перепонке, куда акарицид не попадает из-за наличия в ухе густого экссудата.

Применение же лечебных средств, обладающих системным действием (ивомек, эктопор), обеспечивает не только излечение кроликов от псороптоза, но и приводит к гибели клещей в слуховом проходе и на барабанной перепонке (Т.С.

Катаева, 1989).

Исходя из вышесказанного, можно сделать следующий вывод, псороптоз кроликов имеет широкое распространение в кролиководческих хозяйствах и наносит огромный экономический ущерб. В настоящее время в ветеринарной медицине существует великое множество препаратов разных лекарственных форм, применяемых в борьбе с псороптозом кроликов. Но, к сожалению, все они имеют свои недостатки: длительное применение для достижения терапевтического эффекта, высокие концентрации действующих веществ, остаточное действие в организме животного и т.д. Но, основным минусом данных веществ можно считать то, что воздействуя на личинки, протонимфы, телеонимфы и половозрелые особи, они абсолютно безвредны для яиц псороптидных клещей, т.е. не обладают овицидным действием.

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

Исследования проводились на кафедрах паразитологии и инвазионных болезней животных и эпизоотологии и инфекционных болезней животных и в ветеринарной клинике ФГОУ ВПО МГАВМиБ, а также в лабораториях ГНУ ВНИИВЭА г.Тюмени и УО Витебской академии ветеринарной медицины.

Животные содержались в виварии кафедры эпизоотологии: 5 кроликов (2 – самки и 3 - самца, породы рыжий великан и серый великан). Кролики содержались отдельно друг от друга в металлических клетках на настиле из опилок. Кормление животных производилось 1 раз в сутки. Рацион состоял из:

сено (луговое разнотравие), гранулированный комбикорм, зерносмесь (ячмень+овес), вода – вволю. В весеннее время в дополнение к основному рациону – листья одуванчиков, яблоки и капуста. Замена подстилки производилась 1 раз в 3 дня.

Первым этапом опыта стало заражение здоровых животных псороптозом.

Для этого у частного лица в г. Красногорск (Московской обл.) были куплены кролика (самцы 3 и 4 лет) с ярко выраженными признаками данного заболевания. Со слов владельца животные постоянно трясли головой и чесали уши. Визуально – у одного из кроликов голова сильно наклонена влево (рис. 1), а у другого – голова практически развернута назад (рис. 2). При осмотре кроликов обнаружено: вся наружная поверхность ушных раковин покрыта толстыми струпьевидными корками, слуховые проходы полностью закрыты, имеются места расчесов и трещин, которые кровоточат (фото прилагаются). При пальпации ушей – местная, явно повышенная по отношению к температуре тела животного, температура. От животных идет гнилостно кислый запах (наиболее выражен при взятии соскоба). Произведено взятие соскоба с пораженных участков (в глубине ушных раковин корочки размягчены, идет процесс распада).

При микроскопии Рис. 1. Кролик, больной псороптозом Рис. 2. Кролик, больной псороптозом соскобов выявлено большое количество клещей рода Psoroptes cuniculi в разных фазах жизни, также обнаружено большое количество яиц и паразитов в стадии копуляции.

Отбор клещей семейства PSOROPTIDAE и их яиц для лабораторных опытов и оценку акарицидной и овоцидной активности новых веществ и препаратов на них проводили по методу А.Н. Давлетшина.

Для отбора взрослых форм и яиц с поверхности кожи больных животных делали соскобы в стеклянные пробирки, чашки Петри или на тканевые салфетки размером 15x15 см. Затем края такой салфетки складывали, туго завязывается ниткой и помещали на 10-15 минут в термостат с температурным режимом 25С при относительной влажности 80-90%. За это время под действием тепла клещи активизируются, покидают корки, струпья и двигаются в сторону наиболее теплого участка, т.е. они оказываются на поверхности салфетки. По истечении указанного времени тест-объект доставали из термостата, развязывали, а оставшиеся корки и струпья переносили на другую салфетку (в случае, если клещи остались на корках, процесс можно повторить). Затем салфетку с клещами клали на белую фильтровальную бумагу (20x30 см) стороной, на которой находятся клещи и воздействовали снизу источником тепла. Для этих целей использовали столик Морозова или крышку большого стерилизатора, заполненного теплой водой, имеющей температуру 25-30 °С. В этом случае клещи переходили с салфетки на поверхность фильтровальной бумаги, а с последней отбирали, наиболее активных особей для опытов. При этом ручку препаровальной иглы брали кончиками большого и указательного пальцев с таким расчетом, чтобы конец ручки упирался в ладонь руки. Касаясь поверхности фильтровальной бумаги кончиком иглы под углом 15-20, проводили ее в направлении того клеща, которого необходимо отобрать, при этом двигающийся клещ при малейшем контактировании иглы с любым участком тела моментально зацеплялся за иглу. После этого, такого клеща можно переносили на любой лабораторный тест (Суворов, 1970; Сгринадкин, Андричук, Домацкий, 1980 и др.).

Отбор яиц клещей для опытов не сложный. Используя при этом освобожденные от активно двигающихся клещей корки, которые имели наибольшее число живых яиц. Живыми считали яйца продолговатой формы, покрытые гладкой жемчужно белой оболочкой, под которой в одном конце просматривается непрозрачная масса.

Данная усовершенствованная методика позволяет не только быстро производить отбор и исключить травмирование, но и рационально использовать клещей, культивированных на животных. Оставшихся клещей можно легко перенести с фильтровальной бумаги на животное-донора или использовать в других лабораторных опытах (Солопов, Давлетшин, 1966).

Для морфологических исследований клещей извлекали из корочек в ушных раковинах кроликов, затем переносили в каплю жидкости на предметном стекле, накрывали покровным стеклом и исследовали при малом увеличении светооптического микроскопа в проходящем или падающем свете (Gerlach A.,1857; Hirst S.,1919; Buxton P.A.,1921; В.Б. Дубинин, 1954; Е.С. Черкасский, 1966). Но, вследстии того, что тело клещей сдавливается сверху и снизу – это приводит к деформации его формы и размеров, в том числе мягких структур.

Исследование морфологии ограничено ещ и тем, что разрешение светооптического микроскопа ограничено и светопреломление хитина клещей сравнительно низко.

Электронные сканирующие микроскопы (СЭМ) имеют гораздо большие возможности: высокая разрешающая способность при различных увеличениях (от 40 до 150000) дат объмное изображение изучаемого объекта; позволяют рассмотреть мелкие структуры, которые невозможно дифференцировать в светооптическом микроскопе.

Перед исследованием клещей в СЭМ их предварительно подготавливали по специальной методике В.И. Ильященко (1992), которая включает в себя следующие этапы:

1) Выборка клещей (для фотографий).

2) Очистка клещей от артефактов.

3) Консервирование клещей.

Выбор подложек и наклеивание клещей.

В данной методике учитывали основные принципы:

- в естественной среде клещи живут в атмосфере с повышенной влажностью;

- в процессе развития и превращения одной фазы в другую клещи пребывают в состоянии хризалида (М.А. Палимпсестов, 1948); такие особи устойчивы к действию неблагоприятных факторов внешней среды, т.к. имеют две хитиновые оболочки (старого клеща и новой особи, развивающейся внутри старой);

морфологические признаки исходной (первоначальной) возрастной фазы; и только клещ, который развивается внутри, отличается от исходной фазы.

Для подтверждения данных принципов сначала производится изучение и сравнение морфологических признаков личинок, прото- и телеонимф в активной и хризалидной стадиях при помощи светооптического микроскопа. Таким образом, из свежих соскобов выбирали под контролем микроскопа МБС- нужных клещей и помещали их в каплю хлороформа (для их обездвиживания и очистки), а потом в каплю дистиллированной воды на предметном стекле, накрывали покровным стеклом и микроскопировали в микроскопе N (Германия) при увеличении 80 и 400 раз с фазовоконтрастным центром.

Если было необходимо исследовать просветлнных клещей, то их сначала погружали на 6-12 часов в молочную кислоту, а затем переносили в каплю воды на предметное стекло и микроскопировали.

Так изучали по 10 клещей каждой фазы и стадии развития самцов и самок (всего 120 клещей).

Не вынимая клещей из чашки, рассматривали их под МБС-1 и препаровальной иглой извлекали нужные особи. Их переносили в чистые чашки Петри для очистки.

Так кака на теле клещей могут находиться различные артефакты (сухие корочки, шерсть, засохшие гнойные массы, кровь и т.д.), которые мешают морфологическим исследованиям в СЭМ, то необходима тщательная очистка их от инородных частиц. С этой целью мы использовали один из трх методов:

I. Клещей помещали в пробирку и заливали 5-7 мл моющего средства (2растворы мыла, стирального порошка, шампуни и др.). Пробирку закрывали пробкой и встряхивали в течение 5 минут. Затем е содержимое переносили в центрифужную пробирку и центрифугировали 1 минуту при 500 об/мин.

Надосадочную жидкость сливали, а к осадку добавляли 5 мл дистиллированной воды, пробирку снова встряхивали и взвесь клещей отфильтровывали через бумажный фильтр.

После отделения воды фильтр переносили в чашку Петри и под микроскопом МБС-1 отбирали нужные экземпляры клещей.

II. По второму способу применяли принцип самоочищения клещей от артефактов. Он пригоден при работе с подвижными (активными) особями.

Клещей помещали на листок фильтровальной бумаги, смоченной физиологическим раствором или водопроводной водой (можно раствором моющего средства), накрывали вторым таким же листком и слегка прижимали.

Сверху дополнительно наносили 2-3 мл той же смачивающей жидкости и ставили в тплое место на 0,5-1 час. Поскольку листки бумаги плотно прилегали друг к другу, клещи, двигаясь между ними, терлись о поверхности и инородные частицы механически отрывались от их тела, либо растворялись и отмывались водой.

III. Для очистки хризалидных стадий клещей применяли легкокипящие органические растворители: хлороформ, серный эфир, ацетон.

5-6 экземпляров клещей препаровальной иглой клали на чистое обезжиренное предметное стекло и переносили его на столик МБС-1. Затем, глазной или пастеровской пипеткой, наносили на клещей каплю хлороформа, серного эфира или ацетона и, глядя в окуляр микроскопа, препаровальной иглой помешивали клещей в жидкости. При комнатной температуре хлороформ быстро испаряется, на инородные частицы, прилипшие к телу клещей, действуют межмолекулярные силы. Одновременно идт растворение некоторых органических веществ. Вс это приводит к тому, что частицы отрываются от тела клещей и остаются на стекле. Как только растворитель улетучивался, клещей сразу же перекладывали на новое место и снова наносили на них каплю хлороформа. Такие манипуляции проводили 3-5 раз, пока после очередного испарения растворителя на стекле не останется частиц грязи.

После промывки в органическом растворителе клещей переносили на листок фильтровальной бумаги, обильно смоченный дистиллированной водой, помещали на столик МБС-1 и, глядя в окуляр, аккуратно передвигали клещей по поверхности бумаги. Такой дополнительный прим улучшал качество очистки.

Основная трудность при подготовке клещей для исследования в СЭМ – это сохранение их естественных форм от деформации, которая может быть в результате потери влаги при высыхании или в результате микробного разложения.

Для сохранения клещей от действия вышеперечисленных факторов до исследования в СЭМ мы их консервировали холодом в сочетании с атмосферой, насыщенной парами 50-60 этилового спирта. Температура в пределах 0-+4С создавалась в бытовом холодильнике, а воздушно-водно-спиртовая атмосфера позволяла сохранить клещей от микробного разложения и высыхания в течение 15-20 суток.

Консервировали клещей следующим образом. Очищенных от артефактов клещей наклеивали на подложки. Затем брали чистую пробирку Флоринского и на е дно клали рыхлый кусочек ваты, смоченный 50 этиловым спиртом.

Подложки с клещами переносили в пробирку и герметически закрывали резиновой пробкой. После этого пробирку помещали в холодильник под морозильную камеру, но не в не и хранили там до исследования в СЭМ.

При подготовке клещей к микроскопированию их обязательно нужно закрепить на подложке и только затем можно вносить в вакуумную камеру для напыления золотом и в микроскоп. Из всех испытанных материалов для подложки (алюминиевая и латунная фольга, тонкая жесть, картон) наиболее подходящей является алюминиевая фольга толщиной 0,2 мм. Т.к. она легко доступна, легко режется и хорошо проводит электрический заряд, не пружинит и хорошо контрастирует с клещами.

Из фольги вырезали круги диаметром 0,5 см и помещали их в спирт-эфир для обезжиривания. Перед наклеиванием клещей клали на чистое предметное стекло, а затем на столик МБС-1. Для наклеивания использовали три препаровальные иглы и синтетический клей (БФ-2, БФ-6, АКО).

Клещей под контролем микроскопа переносили на одну половину подложки при помощи препаровальной иглы, затем, держа иглу в левой руке, прижимали ей подложку к стеклу. Иглой в правой руке наносили на подложку небольшое количество клея (капля или полоска). Чистой иглой подцепляли клеща и прижимали его к подложке так, чтобы нужная его сторона была обращена вверх к исследователю. И так поступали со всеми исследуемыми клещами. Если клей загустевал до погружения в него клеща, то необходимо нанести новую каплю клея. На одной подложке закрепляли от 5 до экземпляров клещей, в различных положениях, одной фазы развития.

Подготовленных клещей вводили в вакуумную камеру микроскопа и исследовали в потоке вторичных электронов при ускоряющем напряжении 20– кВ.

Экспонирование кадров производили на широкую плнку с последующим е проявлением.

При исследовании живых организмов в СЭМ мы наблюдали визуально на экране микроскопа функции отдельных органов (движение конечностей, гнатосомы, отдельных частей ротового аппарата).

Клещи P.cuniculi выдерживали условия вакуума в течение 10-15 минут, этого времени было достаточно для наблюдения за ними в СЭМ при ускоряющем напряжении электронов 20 кВ.

СОБСТВЕННЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ

3.1. ОЦЕНКА АКАРИЦИДНОЙ И ОВОЦИДНОЙ АКТИВНОСТЕЙ НОВЫХ

ВЕЩЕСТВ И ПРЕПАРАТОВ НА КЛЕЩАХ СЕМЕЙСТВА PSOROPTIDAE

Первичный отбор акарицидных веществ (скрининг) проводят на клещах Psoroptes (Стринадкин и др., 1982). Растворы готовили по препарату. Затем отбирали по 10 особей активно двигающихся имаго клещей на тканевую салфетку размером 10x10 см. Салфетку с клещами помещали в чашку Петри и наносили 1 мл испытуемого раствора. После полного впитывания раствора салфеткой края ее собирали в узел и крепко завязывали ниткой (Приселкова, 1951; Давлетшин и др., 1987). Затем клещей помещали в термостат при температуре +27°С (Стринадкин и др., 1982) и относительной влажности 75-85% (Приселкова, 1951;

Андрейчук, 1972). Перед каждым опытом за 24 часа до начала опыта внутреннюю стенку термостатов обрабатывали влажным тампоном, пропитанным спиртом, затем включали в электрическую сеть, регулировали в нем для жизнедеятельности клещей нужную температуру (21СС) и относительную влажность (75-85%). Нужную влажность в камере термостата создавали, помещая в него емкость с водой и регулируя вентиляционные отверстия для обмена воздуха.

Для контроля в аналогичных условиях содержали клещей, обработанных растворителем препарата.

Нанесение раствора на салфетку с клещами начинали с наименьшей концентрации. Перед этим флаконы с препаратом взбалтывали и набирали в одну миллиметровую стеклянную пипетку и опускали два раза, а затем набирали и наносили изучаемую жидкость препарата на салфетку с клещами по выше указанной методике из расчета 1 мл на 100 см2 площади.

Следует отметить, что опыты с препаратами проводили в два этапа:

предварительный и заключительный. В предварительных опытах, между дозами брали широкие интервалы (1%-, 0,1%-, 0,01%-, 0,001%-, 0,0001%-, 0.00001%- ; 0,000001%-ная и т.д. концентрации), где устанавливали самую эффективную (от которой погибают 100% клещей) и неэффективную (нет мртвых) концентрацию препарата. Определив ориентировочные дозы препарата, переходили к проведению заключительных (окончательных) опытов. Дозы препарата подбирали в этих опытах с одинаковым интервалом так, что бы его низшая доза не вызывала гибель клещей, а высшая обеспечивала 100% гибель и между ними было не менее трех промежуточных доз, вызывающих гибель больше или меньше 50% подопытных клещей. Каждую дозу препарата при этом проверяли в трехкратной повторности. Критерием оценки акарицидной активности препарата служила величина среднесмертельной концентрации препарата (в %), вызывающей гибель 50% подопытных клещей.

Учет результатов опытов проводили через 24 часа. Критерием оценки акарицидности препаратов являлось наличие мертвых клещей в опытах, активных и парализованных - в контроле.

Для активизации клещей до и после воздействия препаратами использовали источник тепла «Стерилизатор с термостатом для определения жизнеспособности саркоитоидных клещей». На одном углу крышки большого стерилизатора делали отверстие диаметром 14 мм, в него вставляли резиновое кольцо и ртутный термометр. Перед этим в стерилизатор наливали воду до половины объема, закрывали крышкой и нагревали до 30°С (по показателю термометра), затем стерилизатор выключали. За счет накала спирали температура в нем поднималась до 40°С. Температура на крышке прибора при этом составляла 25-30°С, которая и является благоприятной для жизнедеятельности клещей, и сохраняется в течение 2,5-3 часов.

При оценке жизнеспособности клещей после обработки их препаратами стерилизатор устанавливают под микроскопом МБС-2. Салфетку с клещами после обработки и содержания в термостате через 24 часа достают из термостата, разворачивают и закрепляют на деревянной доске, размером 12x12 см и толщиной 1см, с помощью игл. Следует отметить, что под действием тепла деревянная доска быстро нагревается и на клещей действует теплый воздух, выделяющийся от крышки стерилизатора. Габаритные размеры стерилизатора длина -438 + 8 мм.

ширина - 199 ± 6 VIM и высота -153±7 мм. При стерилизации материалов термометр с крышки убирается, а отверстие закрывается пробкой, прибор готов к выполнению функций по назначению. Следует отметить, что этот прибор очень удобен при работе с клещами из-за большой площади его крышки. На нее можно положить иглы и тест - объекты (Давлетшин, Метелица, 2001).

Мертвыми считали клещей, у которых полностью отсутствовали ответные реакции на световые, тепловые раздражители, парализованными - неспособных к передвижению, но обладающих ответной реакцией. К активным относили клещей, у которых четко проявлялась способность к передвижению. При оценке физиологического состояния клещей использовали микроскоп типа «МБС», рассматривая их под малым увеличением (в 18-20 раз).

Величину СК5о, СК100 и СиПК5о, СиПК100 препаратов для клещей рассчитывали по вариационно-статистическому методу (Павлов, 1982).

недействительным. В тех случаях, когда смертность в контроле колебалась от 5 до 20%, в процент смертности вносили поправку, вычисляемую по формуле Аббота (Непоклонов, Таланов, 1973):

% смертности в опыте - % смертности в контроле с = -------------------------------------------------------------------------------------------------------------- х Изучение эффективности новых акарицидных препаратов при псороптозе кроликов предварительно проводили на больных кроликах со средней и сильной степенью поражения. С этой целью подбирали больных животных и разделяли их на 3-4 группы (по 3 животных в каждой), каждой группе животных назначали определенную концентрацию препарата, обрабатывали их путем нанесения в каждую ушную раковину животных при помощи инъекционного шприца в объеме 3- мл (из расчета 0,2 мл/10 см2 площади кожи уха) с последующим массажированием.

Животных контрольных (больных) групп обрабатывали растворителем препарата.

Через 7-8 дней после обработки подопытных и контрольных кроликов обследовали на пасороптоз. При наличии живых клещей их ушных раковинах животных обрабатывали повторно тем же препаратом которым они были обработаны в первый раз.

Учет результатов опытов проводили, через 2-3 недели после второй обработки животных путем осмотра ушных раковин и исследованием соскобов, взятых из внутренней поверхности ушных раковин на наличие живых клещей. В дальнейших опытах с целью установления оптимально-эффективной концентрации препарата при псороптозе проводили изучение его овоцидной активности на яиц и длительности остаточного акарицидного действия на активные фазы клещей возбудителей инвазии.

Методика изучения овоцидности препаратов заключается в том, что вначале берут соскобы с пораженных участков кожи. Затем, используя микроскоп, отбираются только те корочки, где имеются наибольшее количество отложенные клещами яиц. Эти корочки с яйцами заворачивали в салфетку из фильтровальной бумаги и погружали в испытуемую акарицицную жидкость на одну минуту. После этого корки вместе с яйцами клещей помещали на предметное стекло с луночкой. После пропитывания корок раствором лишнюю жидкость удаляли фильтровальной бумагой. Край луночки предметного стекла смазывали вазелиновым маслом, затем эти тест- объекты переносили в термостат с температурой +31-32°С и относительной влажностью 85-95%. В каждой серии опытов обрабатывали аналогичные тест-объекты. Наблюдение за обработанными и контрольными яйцами проводили в течение 7 суток. За это время через каждые 24 часа проверяли тест-объекты на выход из яиц личинок клещей (их погружали в вазелиновое масло). Отсутствие развившихся из яиц личинок в опытных тестах и нормальное развитие их в контрольных, служит доказательством овоцидного действия препарата. Уровень овоцидного действия акарицида выражается в процентах. Опыты проводили в трех повторностях (Стринадкин,1982; Давлетшин, Жакупбаев, 2000).

г) Длительность остаточного акарицидного действия препаратов Лабораторные опыты по изучению остаточного действия акарицидных препаратов проводят на тканевых салфетках размером 10x10 см. С этой целью 10-15 салфеток погружают в эмульсию (раствор, суспензию) акарицида в концентрации, принятой за лечебную. После равномерного пропитания салфеток акарицидом их подвешивают в вытяжном шкафу, где хранят в. течение всего опыта. В первый, третий, пятый дни, а затем через каждые 24 часа от начала опыта берут одну из салфеток, изучают акарицидность обычным методом. Время (в днях), когда перестанут погибать подопытные клещи, укажет сроки остаточного действия препарата. Опыты ставят в трех повторностях с контрольными клещами на чистых салфетках (Стринадкин и др., 1982).

Изучение продолжительности остаточного действия препаратов проводят при естественном заражении клещами леченых животных по А.А.Водянову (1977). Суть опыта состоит в том, что в начале опыта кожу здоровых животных смачивают испытуемой лечебной концентрацией акарицида, нанесением из расчета 0,2 мл на объем площади, через сутки их переводят в первую группу больных животных и содержат в одной клетке до появления клинических признаков заболевания у здоровых животных. Ко второй группе больных животных в тот же день переводят здоровых животных, необработанных препаратом (контрольную группу) и содержат вместе до появления клинических признаков заболевания. За продолжительность остаточного действия препарата следует считать разницу времени, в течение которого у обработанных препаратом животных появилось заболевание, в сравнении с контрольной (необработанной) группой животных.

3.2. Особенности морфологии клещей Psoroptes cuniculi Описание данного вида клещей отмечено в работах зарубежных авторов (Delafond, 1859; Zurn F., 1875; Moller O., 1874).

У нас же, большая работа по изучению морфологии и биологии клещей P.cuniculi, была проведена В.Г. Якушиным (1940) – описание размеров яиц и клещей, длительность биологического цикла развития, устойчивость клещей во внешней среде, их выживаемость на белых мышах, собаке и человеке.

Хризалидных клещей (личиночного покоя) отыскивают в корочках или в копулятивных парах (женские нимфы). Это следует делать при помощи МБС- (они неподвижны, тело слегка изогнуто и сильно напряжено, на раздражение иглой клещи не реагируют; также внутри них может быть формирующаяся особь следующей фазы развития).

Установлено, что наружное строение хризалидной особи не отличается от строения подвижной стадии клеща данной возрастной фазы. У хризалидных клещей отмечают лишь более высокий тургор тела, а конечности часто бывают согнуты в сочленениях лапки и колена. Но, при проглаживании их изогнутой иглой (под контролем микроскопа МБС-1) конечности клещей можно расправить и они приобретут обычную форму.

Следовательно, наружное строение у активных и хризалидных особей не имеет различий, а значит хризалидные особи могут быть использованы при исследовании морфологических признаков клещей в СЭМ вместо активной фазы клещей или параллельно с ними.

Опыт показывает, что клещи P.сuniculi, которые были убиты в активной стадии – высыхают через 3 часа и через 12 часов в холодильнике, при этом они сильно деформируются.

В то время, как их хризалидные стадии не подвергаются деформации и сохраняют свою форму в течении 6 дней при комнатной температуре и 20 дней в холодильнике.

Кроме того, меньше деформируются клещи, убитые в активной стадии более старшего возраста (с плотной кутикулой), чем особи, которые только сбросили старую хитиновую оболочку (личиночный экзувий).

Т.о., для исследования морфологии в СЭМ, следует отбирать хризалидных особей, или активных особей более старшего возраста с плотной кутикулой.

Следовательно, стоит использовать хризалидные стадии личинок и нимф, достаточно зрелых самцов и самок, которых можно легко отобрать под обычным бинокуляром МБС-1.

Для сохранения клещей от действия вышеперечисленных факторов до исследования в СЭМ, были апробированы различные методы консервации – замораживание в жидком азоте, лиафильное высушивание, помещение клещей в специальную воздушно-капельную среду.