«Генетика и селекция растений, основанная на современных генетических знаниях и технологиях Москва-Звенигород 5-10 дек~ 0бря 2011 а~ Учреждение российской академии наук институт общей генетики им. Н.И. Вавилова РАН ...»

II Международная

с 5 по 10 декабря 2011

школа-конференция молодых ученых

Генетика и селекция

растений, основанная на

современных генетических

знаниях и технологиях

Москва-Звенигород

5-10 дек~ 0бря 2011

а~

Учреждение российской академии наук

институт общей генетики им. Н.И. Вавилова РАН

Российский государственный аграрный университет - МСХА имени К.А. Тимирязева

Московский Государственный Университет им. М.В. Ломоносова Совет молодых ученых ИОГен РАН 2-я Международная школа-конференция молодых ученых "Генетика и селекция растений, основанная на современных генетических знаниях и технологиях»

5 - 10 декабря 2011 г.

Тезисы докладов Москва, Звенигород – ~1~ УДК ББК Л Оргкомитет школы-конференции И.В. Голденкова-Павлова (председатель), Е.В. Дейнеко (заместитель председателя), А.А. Соловьев (заместитель председателя), Е.А.Калашникова, Ю.Л. Дорохов, Д.В. Политов, А.А. Поморцев, А.В. Рубанович, И.Н. Бердичевец (секретарь).

Локальный Оргкомитет Н.А. Боголюбова Х.Р. Шимшилашвили, В.С. Фадеев, А.О. Вячеславова, О.Н. Мустафаев, Тюрин А.А., Д.М. Шаяхметова Составление и верстка:

Х.Р. Шимшилашвили, Н.А. Боголюбова, И.Н. Бердичевец Генетика и селекция растений, основанная на современных генетических знаниях и технологиях – 2011: 2-я Международная школа-конференция молодых ученых; 5-10 декабря 2011 г.; Москва-Звенигород, УРАН Институт общей генетики им. Н.И.Вавилова РАН: Тезисы докладов / Сост.: Х.Р.Шимшилашвили и др., - М.:

Цифровичок УДК ББК ©УРАН Институт общей генетики им. Н.И. Вавилова РАН ~2~

НАУЧНАЯ ПРОГРАММА

2-й Международной Школы-Конференции «Генетика и селекция растений, основанная на современных генетических знаниях и технологиях»

6 декабря, вторник Утреннее заседание 10.00 – 13. 10.00 Открытие школы-конференции Секция «Популяционная генетика дикорастущих растений»

(Научные кураторы секции: д.б.н. Д.В. Политов, д.б.н. А.В. Рубанович) 10.30. Ю. А. Янбаев (Башкирский государственный аграрный университет, Уфа)

МОЛЕКУЛЯРНЫЕ МАРКЕРЫ И ПРОБЛЕМЫ ОХРАНЫ РЕДКИХ И

ИСЧЕЗАЮЩИХ ВИДОВ РАСТЕНИЙ

11.30 – 12.00 – ПЕРЕРЫВ НА КОФЕ 12.00. Д. В. Политов (Институт общей генетики им. Н.И. Вавилова РАН, Москва)

МОЛЕКУЛЯРНЫЕ МАРКЕРЫ И ИХ ПРИМЕНЕНИЕ В ПОПУЛЯЦИОННОЙ

И ПРИРОДООХРАННОЙ ГЕНЕТИКЕ РАСТЕНИЙ

14.00. А.А. Синюшин (Кафедра генетики Биологического факультета МГУ им. М.В.

КОНТРОЛЬ РАЗВИТИЯ ЛИСТА У ГОРОХА ПОСЕВНОГО

14.20. Т. П. Кукина, Т. С. Фролова (Новосибирский государственный университет, Новосибирск) АНАЛИЗ БАВ МЕЖВИДОВОГО ГИБРИДА КЕДРОВЫХ

СОСЕН В СРАВНЕНИИ С РОДИТЕЛЬСКИМИ ВИДАМИ

14.40 – 18.00 – ЭКСКУРСИОННЫЕ МЕРОПРИЯТИЯ 19.00. А.А. Соловьев (кафедра генетики и биотехнологии РГАУ-МСХА, Москва)

АЛЛОПОЛИПЛОИДИЯ: ИСТОРИЯ, СОБЫТИЯ, МЕХАНИЗМЫ

Секция «Генетика и селекция культурных растений»

(Научные кураторы секции: д.б.н. А.А. Поморцев, д.б.н., профессор А.А. Соловьев) 09.30. В. П. Нецветаев Россельхозакадемии, Белгород) ГЕНЕТИКО-БИОХИМИЧЕСКИЕ ОСНОВЫ

ФОРМИРОВАНИЯ КАЧЕСТВА ЗЕРНА МЯГКОЙ ПШЕНИЦЫ

10.30. Е. Д. Бадаева (Институт общей генетики им. Н.И. Вавилова РАН, Москва)

ХРОМОСОМНОЕ МАРКИРОВАНИЕ В ГЕНЕТИКЕ И СЕЛЕКЦИИ

КУЛЬТУРНЫХ РАСТЕНИЙ

12.00. Е. К. Хлесткина (Институт цитологии и генетики СО РАН, Новосибирск)

ОСОБЕННОСТИ СТРУКТУРНО-ФУНКЦИОНАЛЬНОЙ ОРГАНИЗАЦИИ

ГЕНОВ РАСТЕНИЙ В АЛЛОПОЛИПЛОИДНОМ ГЕНОМЕ

14.00. Е.П. Размахнин (Институт Цитологии и Генетики СО РАН, Новосибирск)

ОТДАЛЕННАЯ ГИБРИДИЗАЦИЯ ПШЕНИЦЫ С ПЫРЕЕМ В СИБИРИ.

СОВРЕМЕННЫЕ ПОДХОДЫ

14.20. В.С. Тырнов

РАСТЕНИЙ: ГЕНЕТИЧЕСКИЙ КОНТРОЛЬ И СЕЛЕКЦИОННЫЕ

ПЕРСПЕКТИВЫ

14.40. А.З. Багдалова, В.И. Жужукин (ФГОУ ВПО Саратовский государственный аграрный университет им. Н.И. Вавилова, Саратов) ИСПОЛЬЗОВАНИЕ

ФАКТОРНОГО И КЛАСТЕРНОГО АНАЛИЗА В ИНТРОДУКЦИИ

СОРТООБРАЗЦОВ ВИГНЫ (VIGNA SAVI) В НИЖНЕМ ПОВОЛЖЬЕ

14.55. В. Бычкова Л., Эльконин (ФГБНУ «Российский научно-исследовательский и

ПЕРЕВАРИВАЕМОСТЬ ЗАПАСНЫХ БЕЛКОВ И КРАХМАЛА У ЛИНИЙ И

ГИБРИДОВ F1 ЗЕРНОВОГО СОРГО В УСЛОВИЯХ IN VITRO

15.10. Д.С. Демихова (Саратовский государственный университет имени Н.Г.

Чернышевского, Саратов) ПОЛИЭМБРИОНИЯ У РАСТЕНИЙ: СВЯЗЬ С

СИСТЕМАМИ РЕПРОДУКЦИИ

16.00. Х.Р. Мамедова, Э.Б. Алиев, Дж. М. Талаи (Азербайджанский научно

ПРОДОЛЖИТЕЛЬНОСТИ ВЕГЕТАЦИОННОГО ПЕРИОДА ГЕНОФОНДА

КУКУРУЗЫ В УСЛОВИЯХ АЗЕРБАЙДЖАНА

16.15. Я.Р. Синдаровская, О.Й. Лозовая, Л.В. Юзвенко, Л.Ф. Диденко, Н.Я. Спивак (Институт клеточной биологии и генетической инженерии НАН Украины, Киев)

ВЛИЯНИЕ АКТИВНОСТИ РИБОНУКЛЕАЗ НА ВОСПРИИМЧИВОСТЬ

РАЗНЫХ СОРТОВ ГРЕЧИХИ К ВИРУСУ ОЖОГА ГРЕЧИХИ

16.30. О. Ю. Терещенко (Институт цитологии и генетики СО РАН, Новосибирск)

ГЕНЕТИЧЕСКИЕ ОСНОВЫ И РОЛЬ В СТРЕССОУСТОЙЧИВОСТИ

ПРИЗНАКОВ АНТОЦИАНОВОЙ ОКРАСКИ У ИЗОГЕННЫХ ЛИНИЙ

МЯГКОЙ ПШЕНИЦЫ (TRITICUM AESTIVUM L.)

16.45. А.В. Гущин (ФГБОУ ВПО Российский государственный аграрный университет – МСХА имени К.А. Тимирязева, Москва) ОЦЕНКА КОЛЛЕКЦИИ ЯРОВОЙ

ТРИТИКАЛЕ НА УСТОЙЧИВОСТЬ К ЗАСУХЕ

18.00 – 19.00 – УЖИН 19.00. А.А. Поморцев (Институт общей генетики им. Н.И. Вавилова РАН, Москва)

БИОХИМИЧЕСКИЕ И ДРУГИЕ МАРКЕРЫ В ГЕНЕТИЧЕСКИХ,

ПОПУЛЯЦИОННЫХ, ФИЛОГЕНЕТИЧЕСКИХ ИССЛЕДОВАНИЯХ И

СОРТОВОМ КОНТРОЛЕ ЯЧМЕНЯ

Е.В. Антоненко, Н.Л. Трухановец (ГНУ «Институт генетики и цитологии НАН Беларуси», Минск) НАСЛЕДОВАНИЕ ПАРАМЕТРОВ ПЫЛЬЦЕВОГО

ЭМБРИОГЕНЕЗА У TRITICUM AESTIVUM.

М.С. Баженов (Российский Государственный Аграрный Университет – МСХА имени К.А.

Тимирязева, Москва) ОТБОР НА УСТОЙЧИВОСТЬ К ПРОРАСТАНИЮ ЗЕРНА В

КОЛОСЕ У ТРИТИКАЛЕ С ПОМОЩЬЮ МОРФОЛОГИЧЕСКИХ И

МОЛЕКУЛЯРНЫХ МАРКЁРОВ

М.Е. Баташова, В.Н. Тищенко (Научно-исследовательский селекционный центр Полтавской Государственной Аграрной Академии, Полтава) ИСПОЛЬЗОВАНИЕ

МЕТОДА ГЕНЕТИЧЕСКИХ КОРРЕЛЯЦИЙ ДЛЯ ПОИСКА ЦЕННЫХ

ГЕНОТИПОВ НА РАННИХ ЭТАПАХ СЕЛЕКЦИИ ОЗИМОЙ ПШЕНИЦЫ

К.В. Борис (Центр «Биоинженерия» Российской Академии Наук, Москва) RX ГЕНЫ

ВИДОВ SOLANUM: ПОЛИМОРФИЗМ CC-NBS-ARC ДОМЕНОВ

А.С. Бочко (Саратовский государственный университет имени Н.Г. Чернышевского,

Саратов) КОЛИЧЕСТВО ХЛОРОПЛАСТОВ В КЛЕТКАХ ГАПЛОИДОВ И

ДИПЛОИДОВ КУКУРУЗЫ

Н.И. Гладких, М. В. Климушина (Российский Государственный Аграрный Университет – МСХА им. К.А. Тимирязева, Центр молекулярной биотехнологии, Москва) ОЦЕНКА

АЛЛЕЛЬНОГО СОСТОЯНИЯ ГЕНОВ WX В КОЛЛЕКЦИИ МЯГКОЙ ОЗИМОЙ

ПШЕНИЦЫ КНИИСХ ИМЕНИ П.П. ЛУКЬЯНЕНКО

М.В. Грицких, О.М. Федоренко (Учреждение Российской академии наук Институт биологии Карельского научного центра РАН, Петрозаводск) ГЕНЕТИЧЕСКИЕ

ОСНОВЫ АДАПТАЦИИ ARABIDOPSIS THALIANA (L.): ВРЕМЯ ЗАЦВЕТАНИЯ И

ПОТРЕБНОСТЬ В ЯРОВИЗАЦИИ

З.Е. Грушецкая, Г.В. Мозгова, В.А. Лемеш (Институт генетики и цитологии НАН Беларуси, Минск) СОЗДАНИЕ ГЕНОМ-СПЕЦИФИЧЕСКИХ DCAPS-МАРКЕРОВ К

ГЕНАМ FAE1.1, КОНТРОЛИРУЮЩИМ СОДЕРЖАНИЕ ЭРУКОВОЙ КИСЛОТЫ В

СЕМЕНАХ РАПСА

Е. А. Домблидес, А.С. Домблидес (ГНУ ВНИИ селекции и семеноводства овощных культур, М.о., Одинцовский р-н, п/о Лесной городок) ИДЕНТИФИКАЦИЯ ТИПА ЦМС

У СТЕРИЛЬНЫХ ОБРАЗЦОВ СЕМЕЙСТВА BRASSICACEAE С

ИСПОЛЬЗОВАНИЕМ ПЦР

М. Емцева, Т. Ефремова (Институт цитологии и генетики СО РАН, Новосибирск)

ОПРЕДЕЛЕНИЕ ГЕНОТИПОВ У РАЗЛИЧНЫХ СОРТОВ МЯГКОЙ ПШЕНИЦЫ

ПО ГЕНАМ, КОНТРОЛИРУЮЩИМ ТИП РАЗВИТИЯ

И.А. Зубарева, Т.Н. Грибова, А.Н. Игнатов (Центр «Биоинженерия» РАН, Москва)

ИЗУЧЕНИЕ КОЛЛЕКЦИИ ИСХОДНОГО МАТЕРИАЛА РАСТЕНИЙ РОДА

BRASSICA КАК ИСТОЧНИКА ГЕНОВ УСТОЙЧИВОСТИ К ВИРУСУ МОЗАИКИ

ТУРНЕПСА (TUMV) Ю.Н. Кабаненко, Н.М. Красилова, О.Г. Силкова (Новосибирский Государственный Аграрный Университет, Новосибирск) ИЗУЧЕНИЕ ПШЕНИЧНО-РЖАНЫХ

ЗАМЕЩЕННЫХ ЛИНИЙ ПО ХРОМОСОМАМ РЖИ 1R В КАЧЕСТВЕ ДОНОРОВ

ХОЗЯЙСТВЕННО-ЦЕННЫХ ПРИЗНАКОВ В СЕЛЕКЦИИ МЯГКОЙ ПШЕНИЦЫ

В. И. Киняйкин, Ю. В. Сидорчук (Институт цитологии и генетики СО РАН, Новосибирск) ИЗУЧЕНИЕ ТУБУЛИНОВОГО ЦИТОСКЕЛЕТА В МАТЕРИНСКИХ

КЛЕТКАХ ПЫЛЬЦЫ РАСТЕНИЙ ТАБАКА (NICOTIANA TABACUM L.) ПРИ

УВЕЛИЧЕНИИ УРОВНЯ ПЛОИДНОСТИ

С.С. Кирикович, Е.В. Левитес (Институт цитологии и генетики СО РАН, Новосибирск)

НОВЫЙ ВЗГЛЯД НА СЕГРЕГАЦИЮ ПРИЗНАКОВ У РАСТЕНИЙ

Т.В. Никитинская, М.Н. Шаптуренко, Л.В. Хотылева (ГНУ «Институт генетики и цитологии НАН Беларуси», Минск) ОЦЕНКА ГЕНЕТИЧЕСКОЙ РАЗНОРОДНОСТИ

ТОМАТА (LYCOPERSICON ESCULENTUM) ДЛЯ СЕЛЕКЦИИ НА ГЕТЕРОЗИС

П. Портова, О. Зимина, Е. Алхимова (Институт Молекулярной Биологии и Генетики (SECALE CEREALE L.) А.С. Рубан (ФГБОУ ВПО Российский государственный аграрный университет - МСХА им. К.А.Тимирязева, Москва) ЦИТОЛОГИЧЕСКОЕ ИЗУЧЕНИЕ КЛЕВЕРА

ПОДЗЕМНОГО (TRIFOLIUM SUBTERRANEUM L.)

Е.А. Снигирь (ВНИИССОК, Московская обл., Одинцовский р-н, пос. ВНИИССОК)

МУЛЬТИЛОКУСНЫЙ АНАЛИЗ ПОЛИМОРФИЗМА СОРТОВ ПЕРЦА C. ANNUM.

А.А. Тюрин, И.Н. Бердичевец, Н.А. Милюкова, А.О. Вячеславова (ФГБОУ ВПО Российский государственный аграрный университет - МСХА им. К.А.Тимирязева, Москва)

РОЛЬ ГЕНА LANCEOLATA В РАЗВИТИИ РАСТЕНИЙ ТОМАТА

М.А. Филюшин (Центр «Биоинженерия» Российской академии наук, Москва) АНАЛИЗ

ВНУТРИСОРТОВОГО ПОЛИМОРФИЗМА СОРТООБРАЗЦОВ ЛУКА-ПОРЕЯ

ALLIUM PORRUM

Р.А. Якимчук (Уманский государственный педагогический университет им. Павла Тычины, 20300, Умань) ЭФФЕКТИВНОСТЬ ИСПОЛЬЗОВАНИЯ

РАДИАЦИОННОГО ИЗЛУЧЕНИЯ ЗОНЫ ОТЧУЖДЕНИЯ ЧЕРНОБЫЛЬСКОЙ

АЭС ПРИ СОЗДАНИИ СЕЛЕКЦИОННО-ЦЕННОГО МАТЕРИАЛА

Секция «Трансгенные растения для фундаментальных и прикладных исследований»

(Научные кураторы секции: д.б.н. Е.В. Дейнеко, д.б.н. И.В. Голденкова-Павлова) 09.30. Е.В. Дейнеко (Институт цитологии и генетики СО РАН, Новосибирск)

ТРАНСГЕННЫЕ РАСТЕНИЯ КАК МОДЕЛИ ДЛЯ ФУНДАМЕНТАЛЬНЫХ

ИССЛЕДОВАНИЙ

10.30. Ю. В. Шелудько (Институт клеточной биологии и генетической инженерии НАН

РЕКОМБИНАНТНЫХ БЕЛКОВ В РАСТЕНИЯХ: ПРОБЛЕМЫ И РЕШЕНИЯ

11.30 – 12.00 – ПЕРЕРЫВ НА КОФЕ 12.00. Т. В. Комарова (НИИ физико-химической биологии им. А.Н.Белозерского МГУ,

Москва) РАЗРАБОТКА НОВЫХ ПОДХОДОВ СОЗДАНИЯ ТРАНСГЕННЫХ

РАСТЕНИЙ, ПЕРСПЕКТИВНЫХ ДЛЯ ФИТОБИОТЕХНОЛОГИИ

14.00. А.А. Казанцев, И.М. Герасименко, Е.М. Кищенко, М.Г. Мазур, Ю.В. Шелудько (Институт клеточной биологии и генетической инженерии НАН Украины, 03680,

Киев) СОЗДАНИЕ ГЕНЕТИЧЕСКИХ КОНСТРУКЦИЙ ДЛЯ

ТКАНЕСПЕЦИФИЧЕСКОЙ ЭКСПРЕССИИ ЧУЖЕРОДНЫХ ГЕНОВ В

РАСТЕНИЯХ

14.15. А.О. Вячеславова, И.Н. Бердичевец, Х.Р. Шимшилашвили, Т.В. Печковская, А.А. Тюрин, И.В. Голденкова-Павлова (Институт Общей Генетики им. Н.И.

КЛОНИРОВАНИЯ ЦЕЛЕВЫХ ГЕНОВ И РЕГУЛЯТОРНЫХ ЭЛЕМЕНТОВ С

ЦЕЛЬЮ ОБЕСПЕЧЕНИЯ СТАБИЛЬНОЙ И ЭФФЕКТИВНОЙ

ЭКСПРЕССИИ ГЕТЕРОЛОГИЧНЫХ ГЕНОВ В РАСТЕНИЯХ

14.30. Р.А. Комахин, В.В. Комахина, Н.А. Милюкова, Т.А. Левина, А.А. Жученко (ГНУ Всероссийский научно-исследовательский институт сельскохозяйственной

РЕКОМБИНАЦИИ У МЕЖСОРТОВЫХ И МЕЖВИДОВЫХ ГИБРИДОВ

ТОМАТОВ С ИСПОЛЬЗОВАНИЕМ ГЕНА БАКТЕРИАЛЬНОЙ

РЕКОМБИНАЗЫ recA Escherichia coli 14.45. Х.Р. Шимшилашвили, Н.О. Юрьева, Д.М. Шаяхметова, И.В. ГолденковаПавлова (УРАН Институт общей генетики им. Н.И. Вавилова РАН, Москва)

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫЕ МОДЕЛИ ДЛЯ СОЗДАНИЯ РАСТЕНИЙ

УСТОЙЧИВЫХ К СТРЕССОВЫМ ФАКТОРАМ

15.00. Н.В. Гиляшова, И.В. Тарасенко, А.И. Таранов, А.П. Фирсов, Т.Ю. Митюшкина,

ГЕНЕТИЧЕСКАЯ ТРАНСФОРМАЦИЯ РЯСКИ МАЛОЙ С ЦЕЛЬЮ

СОЗДАНИЯ СЪЕДОБНЫХ ВАКЦИН

15.15. Т. Ж. Хоанг, Г.Н. Ралдугина, Е.А. Калашникова (Российский государственный аграрный университет – МСХА имени К.А. Тимирязева, Москва) ОБРАЗОВАНИЕ

ХИМЕРНЫХ ПОБЕГОВ ПРИ ПОЛУЧЕНИИ ГЕНЕТИЧЕСКИ

ТРАНСФОРМИРОВАННЫХ РАСТЕНИЙ РАПСА

16.00. С.Р. Мурсалимов, Е.В. Дейнеко

ТРАНСГЕННЫХ РАСТЕНИЙ ТАБАКА

16.15. А.А. Балакина, Е.А. Калашникова, Ю.В Кунина (Институт проблем химической

ПОТЕНЦИАЛА ИЗОЛИРОВАННЫХ ЭКСПЛАНТОВ ЛЮПИНА

УЗКОЛИСТНОГО (LUPINUS ANGUSTIFOLIUS L.) IN VITRO

16.30. Т.Т. Доан, Е.А. Калашникова университет-МСХА имени К.А. Тимирязева, Москва) ВЛИЯНИЕ АУКСИНОВ НА

ОБРАЗОВАНИЕ МИКРОКЛУБНЕЙ ДИОСКОРЕИ НИПОНСКОЙ

(DIOSCOREA NIPPONICA M.) И ДИОСКОРЕИ КАВКАЗСКОЙ (DIOSCOREA

CAUCASIA L.) IN VITRO

16.45. А.А. Потрохов, Е.Ю. Кваско, Н.А. Матвеева (Институт клеточной биологии и генетической инженерии НАН Украины, Киев) СРАВНЕНИЕ ПОРАЖЕНИЕМ

ВИРУСОМ ТАБАЧНОЙ МОЗАЙКИ КОРНЕЙ И ЛИСТЬЕВ ТРАНСГЕННЫХ

РАСТЕНИЙ ЦИКОРИЯ CICHORIUM INTUBUS L С ГЕНОМ INF -2B

ЧЕЛОВЕКА ПОД. КОНЕСПЕЦИФИЧЕСКИМ ПРОМОТОРОМ MLL

Стендовые доклады секции (17.00 – 18.00) А.А. Балакина, Е.А. Калашникова, Ю.В. Кунина (Институт проблем химической физики РАН, Черноголовка) ВЛИЯНИЕ УСЛОВИЙ КУЛЬТИВИРОВАНИЯ НА РИЗОГЕНЕЗ МИКРОПОБЕГОВ ЛЮПИНА УЗКОЛИСТНОГО (Lupinus angustifolius L.) in vitro С. Вакула, Т.В. Печковская, Н. Анисимова, Х.Р. Шимшилашвили, И.Н. Бердичевец, М.Н. Шаптуренко, Л.В. Хотылёва (ГНУ Институт генетики и цитологии НАН Беларуси, Минск) МЕТОДИЧЕСКИЕ АСПЕКТЫ АГРОБАКТЕРИАЛЬНОЙ

ТРАНСФОРМАЦИИ РАСТЕНИЙ ТОМАТА ВЕКТОРОМ, СОДЕРЖАЩИМ DESA

ГЕН ЦИАНОБАКТЕРИЙ

К.В. Кабардаева, А.М. Камионская (Учреждение Российской академии наук Центр "Биоинженерия" РАН, Москва) ИСПОЛЬЗОВАНИЕ РЕКОМБИНАНТНОЙ

СИСТЕМЫ CRE-LOXP ДЛЯ СОЗДАНИЯ БЕЗМАРКЕРНЫХ ТРАНСГЕННЫХ

РАСТЕНИЙ

Е. Кваско, Н. Матвеева (Институт клеточной биологии и генетической инженерии НАН Украины 03680, Киев) ПОЛУЧЕНИЕ ГЕРБИЦИДУСТОЙЧИВЫХ РАСТЕНИЙ

ЦИКОРИЯ CICHORIUM INTYBUS L. С ГЕНОМ ИТЕРФЕРОНА-2B ЧЕЛОВЕКА

Д.Б. Логинова, Е.В Дейнеко. (Учреждение Российской академии наук Институт цитологии и генетики СО РАН 630090, Новосибирск). НЕСТАБИЛЬНОСТЬ

ЭКСПРЕССИИ МАРКЕРНОГО ГЕНА NPTII У ТРАНСГЕННЫХ РАСТЕНИЙ

ТАБАКА: НАСЛЕДОВАНИЕ И СВЯЗЬ С МЕТИЛИРОВАНИЕМ ДНК

Ю.С. Лучакивская, А.Н. Майстренко, З.М. Олевинская (Институт клеточной биологии и генетической инженерии НАН Украины, Киев) НАСЛЕДОВАНИЕ И

ЭКСПРЕССИЯ ВВЕДЕННЫХ ГЕНОВ НЕОМИЦИНФОСФОТРАНСФЕРАЗЫ И

ЧЕЛОВЕЧЕСКОГО ИНТЕРФЕРОНА АЛЬФА-2B В ПОКОЛЕНИИ Т

ТРАНСГЕННЫХ РАСТЕНИЙ ТАБАКА

М.М. Мареай, Г.А. Шумкова, Н.В. Радионов, Г.Н. Ралдугина (Российский университет дружбы народов, Москва) ВЛИЯНИЕ ПОВЫШЕННЫХ КОНЦЕНТРАЦИЙ СОЛЕЙ

CuSO4 И ZnSO4 НА ТРАНСГЕННЫЕ РАСТЕНИЯ РАПСА (BRASSICA NAPUS L.) С

ГЕНОМ ТРАНСФАКТОРНОГО БЕЛКА OSMYB

М.В. Мокрякова, Г.В. Погорелко, С.А. Брускин (Институт общей генетики имени Н.И.Вавилова Российской Академии Наук, Москва) ТРАНСГЕННЫЕ РАСТЕНИЯ

ARABIDOPSIS THALIANA С ПОВЫШЕННОЙ ЭКСПРЕССИЕЙ ГЕНОВ

ПЕПТИДИЛ-ПРОЛИЛ ЦИС-ТРАНС ИЗОМЕРАЗ БОЛЕЕ УСТОЙЧИВЫ К

ФИТОПАТОГЕНАМ.

Д. А. Мурлякова, Е. А. Вертикова, В. Н. Акинина (Саратовский государственный аграрный университет им. Н. И. Вавилова, 410034, Саратов) ИЗУЧЕНИЕ МЕТОДОВ

КУЛЬТИВИРОВАНИЯ IN VITRO КЛЕТОК И ТКАНЕЙ ТРИТИКАЛЕ

Д.В. Савчин, А.С. Панюш, Н.А. Картель (ГНУ «Институт генетики и цитологии НАН Беларуси», Минск) ОЦЕНКА УСТОЙЧИВОСТИ ТРАНСГЕННЫХ РАСТЕНИЙ

КАРТОФЕЛЯ С ГЕНОМ ГЛЮКОЗООКСИДАЗЫ К ФИТОФТОРОЗУ И ЧЕРНОЙ

НОЖКЕ Секция «Новые инструментальные и методические подходы в селекции и генетики (Научные кураторы секции: д.б.н., профессор Ю.Л. Дорохов, д.б.н., профессор Е.А.

10.00. Ф. А. Коновалов (Компания "Медико-диагностическая лаборатория", Москва)

МЕТОДЫ ИНТЕГРАЛЬНОГО АНАЛИЗА ГЕНОМА: ИЗБИРАТЕЛЬНОЕ

СЕКВЕНИРОВАНИЕ И СПЕКТРАЛЬНАЯ ВИЗУАЛИЗАЦИЯ КАРИОТИПА

11.00. В. Ю. Макеев (Институт общей генетики им. Н.И. Вавилова РАН, Москва)

БИОИНФОРМАЦИОННЫЕ МЕТОДЫ В ГЕНОМИКЕ РАСТЕНИЙ.

ТЕХНОЛОГИЙ АНАЛИЗА БИОЧИПОВ И ГЕНОМНОГО

СЕКВЕНИРОВАНИЯ ILLUMINA ДЛЯ ИЗУЧЕНИЯ ГЕНЕТИЧЕСКОЙ

ИЗМЕНЧИВОСТИ ВАЖНЕЙШИХ СЕЛЬСКОХОЗЯЙСТВЕННЫХ

РАСТЕНИЙ

14.00. С.В. Виноградова (Учреждение Российской академии наук Центр "Биоинженерия" РАН, Москва) ИСПОЛЬЗОВАНИЕ ТЕХНОЛОГИИ ВИРУС-ЗАВИСИМОЙ

УСТОЙЧИВОСТИ ДЛЯ СОЗДАНИЯ ТРАНСГЕННЫХ РАСТЕНИЙ,

УСТОЙЧИВЫХ К РИЗОМАНИИ

14.15. А.А. Коротаева, П.Ю. Крупин (Российский Государственный Аграрный Университет – МСХА им. К.А. Тимирязева, Центр молекулярной биотехнологии,

Москва) ВЫЯВЛЕНИЕ НУКЛЕОТИДНЫХ ПОСЛЕДОВАТЕЛЬНОСТЕЙ

ГОМОЛОГИЧНЫХ ГЕНУ УСТОЙЧИВОСТИ К ЛИСТОВОЙ РЖАВЧИНЕ

14.30. И.В. Киров, Д.В. Романов (Российский государственный аграрный университет – МСХА имени К.А. Тимирязева, Москва) TYRAMIDE FISH - ЦЕННЫЙ

ИНСТРУМЕНТ ДЛЯ СРАВНИТЕЛЬНОЙ ГЕНОМИКИ РАСТЕНИЙ

Ю.В. Шелудько, И.М. Герасименко, Д.М. Шаяхметова, Т.В. Печковская, И.В.

Голденкова-Павлова (Институт общей генетики им. Н.И. Вавилова РАН,

ИНСТРУМЕНТ ДЛЯ ЭФФЕКТИВНОГО ОТБОРА И АНАЛИЗА

ТРАНСГЕННЫХ РАСТЕНИЙ

15.00. Н.А. Яковин (Федеральное государственное образовательное учреждение высшего профессионального образования «Российский государственный аграрный университет – МСХА имени К.А. Тимирязева», Москва) РАЗРАБОТКА

ПРОГРАММНОГО ОБЕСПЕЧЕНИЯ ДЛЯ АНАЛИЗА КАРИОТИПА ПОСЛЕ

ДИФФЕРЕНЦИАЛЬНОГО ОКРАШИВАНИЯ И ФЛУОРЕСЦЕНТНОЙ IN

SITU ГИБРИДИЗАЦИИ

16.00. В. Чуб (кафедра физиологии растений Биологического факультета МГУ, Москва)

МОРФОГЕНЕЗ ЦВЕТКА: ГЕНЕТИЧЕСКИЙ И ПОЗИЦИОННЫЙ

КОНТРОЛЬ РАЗВИТИЯ

18.00. ЗАКРЫТИЕ ШКОЛЫ-КОНФЕРЕНЦИИ Отъезд участников школы-конференции из пансионата Предварительные результаты экологической селекции сортов яровой тритикале в Анатов Д.М., Садыкова Г.А., Амирова Л.А.

УРАН Горный ботанический сад ДНЦ РАН, 36700, Россия, г. Махачкала, ул. Гаджиева, 45, [email protected] Важнейшая задача селекции тритикале - создание сортов с высокой урожайностью зерна и зеленой массы, для чего изучают исходный материал в конкретных почвенноклиматических условиях и производят отбор наиболее лучших образцов по основным хозяйственно-ценным признакам (Лукашевич, 1981; Бороевич, 1984).

Целью данной работы являлась оценка экологической пластичности исходного и селекционного материала методом индивидуального отбора в горных условиях.

Нами был проведен эколого-географический эксперимент по экотипам, суть которого сводилась к сравнению образцов тритикале в зависимости от происхождения семенного материала.

Для сравнительного анализа были отобраны 12 яровых сортообразцов тритикале дербентской репродукции выделившиеся на Гунибском плато по результатам 2008 года.

Семена наиболее продуктивных колосьев послужили родительской формой для получения нового материала на том же участке произрастания (1750 м, юго-западной экспозиции) отдельными рядками. Отбор был произведен по фенотипу. Соответственно были посеяны на том же участке и семена тех же образцов, но Дербентской репродукции. Статистическая обработка и интерпретация полученных данных осуществлялась по общепринятым статистическим методикам (Доспехов, 1981; Лакин, 1980) с использованием пакета прикладных программ Statistica v. 5.5.

Наши исследования показали, что отбор по выделившимся колосьям в горных условиях ведет к улучшению популяций. Так у 8 образцов тритикале произошло улучшение показателей по сравнению с исходной популяцией. По двум сортообразцам не было выявленных существенных различий между популяциями, а у двух сортов продуктивнее оказались популяции, взятые с Дербента.

Главные различия между популяциями наблюдались по признакам высота растений и длина колоса. Селекционные популяции в целом оказались более высокорослыми и крупноколосыми. Удлиненность колосьев сказалась и на плотности колосьев, т.е. с более рыхлыми колосьями. Из других хозяйственно ценных признаков улучшения наблюдались по числу и массе семян, зато по выполненности зерна и массе 1000 зерен ожидаемого эффекта не наблюдалось. Двухфакторный дисперсионный анализ по степени влияния факторов межсортовые различия и происхождение семян показал высокую долю влияния фактора межсортовые различия, особенно на признаках число зерен (39,4%), длина колоса (30,8%), вес семян (28,0%). Фактор происхождение семян оказал влияние лишь на признаки длина колоса (30,2%) и число колосков (27,6%).

Проведенный сравнительный анализ сортообразцов тритикале в условиях Гунибского плато определил успешность экологической селекции методом индивидуального отбора по фенотипам и может служить основой для улучшения существующих и создания новых высокоурожайных сортов в горных условиях.

Работа выполнена при финансовой поддержке гранта РФФИ № 09-04-96577.

Наследование параметров пыльцевого эмбриогенеза у Triticum aestivum.

Антоненко Е.В., Трухановец Н.Л.

ГНУ «Институт генетики и цитологии НАН Беларуси», 220072, Беларусь, Минск, ул.

Академическая, 27, [email protected] Метод культуры пыльников получил широкое использование в селекционных программах самых разных сельскохозяйственных культур. Однако массовому внедрению метода в селекционную практику препятствует низкая эффективность индукции пыльцевого эмбриогенеза, появление растений-альбиносов, анеуплоидия. Весьма перспективным для повышения эффективности метода представляется использование в схемах скрещивания высокоотзывчивых форм для передачи потомству требуемых свойств. Однако механизм наследования способности к индукции пыльцевого эмбриогенеза остается неясным.

Целью данной работы являлось изучение наследования параметров пыльцевого эмбриогенеза у мягкой яровой пшеницы.

Пыльники изолировали на стадии поздних одноядерных микроспор, высаживали на жидкую питательную среду С-17, выдерживали 7 дней в темноте при 31С, затем при 26С в течение 40 – 60 дней. Эмбриоиды, размер которых превышал 1 мм, пересаживали на твердую среду Мурашиге-Скуга. Дальнейшее культивирование проводили при температуре 22 ± 2єC на светоустановке при режиме 16 ч света (1500-2000 Лк) и 8 ч темноты. Растения-регенеранты высаживали в почву.

Проведен сравнительный анализ эффективности индукции пыльцевого эмбриогенеза у гибридов пшеницы первого поколения и их родительских форм, различающихся по способности к индукции пыльцевого эмбриогенеза. Результаты указаны в таблице 1.

Таблица 1 – Эффективность индукции пыльцевого эмбриогенеза мягкой яровой пшеницы.

Рассвет Примечание: * – из расчета на 100 пыльников, З – зеленые растения, А – альбиносные растения В результате проведенного исследования можно сделать вывод о том, что скрещивание генотипов пшеницы, характеризующихся высокой и низкой андрогенетической способностью в культуре пыльников, в ряде случаев приводит к передаче признака от лучшего родителя гибридам F1, что может свидетельствовать о доминировании признака высокой эмбриогенной способности. С другой стороны, существенные различия результатов реципрокных скрещиваний позволяют предположить, что на пыльцевой эмбриогенез у пшеницы частично оказывает влияние пластидный геном.

Использование факторного и кластерного анализа в интродукции сортообразцов Багдалова А.З.1, Жужукин В.И. ФГОУ ВПО Саратовский государственный аграрный университет им. Н.И. Вавилова 410012 г. Саратов Театральная пл. 1, [email protected] ФГБНУ Российский научно-исследовательский и проектно-технологический институт сорго и кукурузы «Россорго» 410050 г. Саратов пос. Зональный, [email protected] Вигна – ценная пищевая и кормовая культура. Выявлена исключительная хозяйственная ценность вигны для сельскохозяйственного производства засушливых регионов России.

Нижнее Поволжье относительно новый регион возделывания.

В 2011г. на опытном поле института высевали сортообразцы (всего 40) вигны коллекции ВИР. Фенологические наблюдения и учеты выполнены согласно Методики государственного сортоиспытания сельскохозяйственных культур (1989).

Кластерный анализ признаков вигны провели по минимуму евклидовых расстояний, а факторный – по методу главных компонент. В популяции изучались следующие признаки:

высота растений, высота прикрепления нижнего боба, число побегов ветвления 1 и 2-го порядков, число бобов на 1 растении, число семян в бобе, межфазный период «всходы– цветение», масса семян с 1 растения, масса 1000 семян. В модельной популяции вигны выявлено сильное варьирование морфологических параметров: коэффициент вариации изменяется в интервале 26,7-48,4%. Слабое варьирование выявлено только по продолжительности межфазного периода «всходы–цветение» (V=8,9%). Расчет парных коэффициентов корреляций позволил выявить сильную связь (r=0,816) признаков числа побегов ветвления 1 и 2-го порядков и числа бобов на 1 растении.

Веса переменных на компоненты выявили значительный вклад высоты растений в накапливаемую дисперсию 1-го гипотетического фактора. Следует отметить, что на первых факторов приходится 89,3% дисперсии. Причем на первый – 38,7%, второй – 17,6%, а третий – 13,9%. Шестой и последующие факторы вносят в дисперсию менее 5,0% и поэтому их вклад признается не существенным. Второй фактор в значительной мере определяется эффектом высоты прикрепления нижнего боба, а третий – массой семян с растения. Последовательная кластеризация признаков вигны позволила на 30-ом шаге итерации объединить их в 10 кластеров. Сформированы кластеры включающие до 9- сортообразцов разного эколого-географического происхождения, которые имеют высокую степень сходства по фенотипу. В опыте установлены сортообразцы, которые значительно отличаются и объединяются в кластеры только на завершающих итерациях, также установлена отдаленность сортообразцов вигны: к-638, к-12106, к-1361.

Таким образом, использование методов многомерной статистики позволяет оптимизировать критерии оценки исходного материала и рассматривать каждую исходную форму более объективно.

Отбор на устойчивость к прорастанию зерна в колосе у тритикале с помощью морфологических и молекулярных маркёров Баженов М.С.

Российский Государственный Аграрный Университет – МСХА имени К.А. Тимирязева, 127550, Россия, Москва, ул. Тимирязевская д. 49, [email protected] Предуборочное прорастание зерна в колосе у тритикале, вызываемое атмосферными осадками, является серьёзной проблемой почти во всех регионах возделывания этой культуры. Селекция считается основным методом борьбы с данным явлением.

Устойчивость к прорастанию зерна в колосе является полигенно контролируемым свойством, связанным, главным образом, с уровнем покоя семян на момент уборки. В связи с сильной зависимостью покоя семян от условий года и агротехники для повышения эффективности отбора представляется перспективным использование молекулярных маркёров.

Материалом для исследований послужили 6 гибридных комбинаций: 1 – 21759/ Александр, 2 – 21759/97 Fidelio, 3 – 21759/97 №2, 4 – Александр Fidelio, 5 – Александр №2, 6 – Александр Ставропольский 2. Среди родительских форм, участвовавших в скрещиваниях, сорт Fidelio отличался слабым покоем семян. Линия 21759/97 имеет замещение ржаной хромосомы 2R на хромосому 2D мягкой пшеницы, сорт Fidelio и линия 21759/97 обладают аллелем Rht-B1b (Rht1), обусловливающим гиббереллин-нечувствительную низкостебельность. Образцы 21759/97, Александр и Ставропольский 2 имеют аллель c гена Vp-1B, образец №2 – аллель a, причём последний, по литературным данным, связан с неустойчивостью к прорастанию в колосе. Сорт Fidelio имеет полиморфизм по гену Vp-1B. Нами было изучено влияние 2R/2D-замещения, определяемого с помощью ПЦР-маркёров, аллельного состояния гена низкостебельности Rht-B1, гена Vp-1B и состояния SSR-локусов Xwmc104, Xgwm155, Xbarc55, Xbarc170, Xbarc12 на покой семян озимой тритикале. Комбинации 1, 2, 6 изучались в течение двух лет (2010 и 2011 гг.), комбинации 3, 4, 5 – только в 2010 году. Уровень покоя семян у растений и линий данных гибридных комбинаций оценивался по динамике прорастания свежеубранного зерна в чашках Петри в течение 14 дней с расчётом доли проросших зёрен в каждый день и среднего времени прорастания пробы семян. Отмечалась выполненность зерна по пятибалльной шкале. Наличие 2R/2D-замещения было значимо связано с более глубоким покоем семян в комбинациях 2 и 3 во все годы испытания. При этом данное замещение существенно снизило продуктивность растений, и потому использование его в селекции неперспективно. В комбинации 1 в 2011 г. обнаружено существенное взаимодействие 2R/2D-замещения и гена Rht-B1, при котором наибольшее среднее время прорастания имеют линии без данного замещения, но с аллелем Rht-B1b. В комбинации более глубокий покой семян был ассоциирован с наличием аллеля Rht-B1b. В комбинации 5 отмечено более медленное прорастание в первые 3 дня семян с аллелем Vp-1Bc. Во всех гибридных комбинациях, но только в 2010 году, отмечена существенная положительная связь устойчивости к прорастанию с выполненностью зерна. В остальных случаях существенной связи динамики прорастания свежеубранного зерна с состоянием маркёров не было обнаружено.

В результате расчётов показано повышение эффективности отбора с использованием маркёров 2R/2D-замещения и аллельного состояния гена Rht-B1.

Изучение морфогенетического потенциала изолированных эксплантов люпина Балакина А.А.1, Калашникова Е.А.2, Кунина Ю.В. Институт проблем химической физики РАН, 142432, Московская область, г.

Черноголовка, просп. Академика Семенова, д.1, [email protected] Российский государственный аграрный университет – МСХА имени К.А. Тимирязева, 127550, г. Москва, ул. Тимирязевская, д. 49, [email protected] Люпин узколистный является сложной культурой как для получения стабильной регенерации, так и для проведения генетических манипуляций. Как отмечают многие авторы, одной из проблем является высокая специфичность отдельных сортов к условиям культивирования in vitro, что в свою очередь обуславливает низкую воспроизводимость разрабатываемых протоколов. Получение новых сортов люпина узколистного с использованием методов современной биотехнологии невозможно без подбора оптимальных условий клонального микроразмножения для достижения максимальных коэффициентов размножения. Целью нашей работы являлась оптимизация условий культивирования изолированных органов и тканей люпина узколистного и изучение их морфогенетической активности в условиях in vitro. В качестве объектов исследования использовали сорта Миртан, Куршавель, Деко и Ладный.

Проведенные исследования показали, что наиболее предпочтительным первичным эксплантом являются пазушные почки, изолированные из 3-х суточных проростков люпина, что позволяет индуцировать развитие побегов с частотой до 93,3%. Максимальное количество микропобегов с одного экспланта было получено при культивировании их в присутствии 1,13 мкМ кинетина (1,7-2,9 шт.) или 2,25 мкМ 6-БАП (2,5-3,2 шт.).

Использование более высоких концентраций регуляторов роста вызывало витрификацию и изменения в морфологии микропобегов.

Было выявлено, что увеличение концентрации 6-БАП в питательной среде более 2,25 мкМ на этапе микроразмножения стимулировало развитие 9-15 микропобегов на эксплант.

Однако данная питательная среда оказалась неэффективной, поскольку регенеранты были витрифицированы и впоследствии погибали. При культивировании микрорастений люпина в течение двух пассажей в присутствии 6-БАП или кинетина в концентрации 2,25 мкМ также были выявлены изменения в морфологии побегов и снижение количества мериклонов. Для исследуемых генотипов люпина наиболее оптимальным на этапе микроразмножения является культивирование в присутствии 2,25 мкМ 6-БАП и 4,5 мкМ ИМК, что позволяет получить наибольшее количество микропобегов (4,2-4,8 шт.) без видимых изменений их морфологии, а также избежать негативного влияния регуляторов роста на органогенез.

Экспериментально установлено, что коэффициент размножения в течение 6 пассажей не изменялся и составил в среднем 3,80-4,95 шт. за один цикл размножения.

Таким образом, разработанный нами протокол регенерации может быть использован для получения трансгенных растений люпина узколистного методом агробактериальной трансформации меристем и их размножения.

Влияние условий культивирования на ризогенез микропобегов люпина узколистного Балакина А.А.1, Калашникова Е.А.2, Кунина Ю.В. Институт проблем химической физики РАН, 142432, Московская область, г.

Черноголовка, просп. Академика Семенова, д.1, [email protected] Российский государственный аграрный университет – МСХА имени К.А. Тимирязева, 127550, г. Москва, ул. Тимирязевская, д. 49, [email protected] Укоренение микропобегов и их последующая адаптация к почвенным условиям являются наиболее трудоемкими этапами, от которых зависит успех клонального микроразмножения. Основная проблема в получении укорененных микрорастений люпина узколистного связана в первую очередь с быстрым снижением способности их к ризогенезу в процессе культивирования.

Целью нашей работы являлась оптимизация условий ризогенеза в культуре in vitro люпина узколистного.

В качестве объектов исследования использовали сорта Миртан, Куршавель, Деко и Ладный. Экспланты культивировали при 16-часовом фотопериоде, освещенности люкс с использованием питательных сред по прописи Мурасиге-Скуга и Гамборга в присутствии различных регуляторов роста.

Было показано, что гормональный состав питательных сред на этапе микроразмножения не оказывает существенного влияния на способность микрорастений исследуемых генотипов к ризогенезу. Однако после двух пассажей способность микропобегов к корнеобразованию снижается, что подтверждено данными и других авторов.

При культивировании микрорастений в присутствии 2,4-Д и НУК наблюдали образование в базальной части побегов каллусной ткани без развития корней. Наилучший результат был получен при использовании в качестве ауксинов ИМК и ИУК в концентрации 4, мкМ. Увеличение концентраций ауксинов в питательной среде не вызывало существенных изменений в способности растений люпина к ризогенезу, и данный процесс не зависел от исследуемого генотипа. Однако для сортов Деко и Ладный не были выявлены статистически достоверные различия по этому показателю при использовании ИУК и ИМК в концентрации 4,5 мкМ.

Следует отметить, что полученные нами данные по ризогенезу (25,0-33,3 %) существенно превышали результаты проведенных ранее аналогичных исследований для регенерантов люпина узколистного (10-13,3 %). Кроме того, разработанный протокол позволяет получать укорененные регенеранты после 6 пассажей, в то время как в зарубежной литературе способность к ризогенезу после 6 пассажей не описана.

Использование метода генетических корреляций для поиска ценных генотипов на Баташова М.Е., Тищенко В.Н.

Научно-исследовательский селекционный центр Полтавской Государственной Аграрной Академии, 36003, Украина, Полтава, ул. Сковороды, 1/3, [email protected], [email protected] Озимая пшеница (Triticum aestivum L.) является важной зерновой культурой в большинстве стран, в том числе в России и в Украине. Поэтому разработка новых эффективных методов селекции данной культуры является актуальным вопросом. Наряду с современными генетическими методами не теряют своей ценности и методы классической селекции, развитием и совершенствованием которых занимается Научноисследовательский селекционный центр Полтавской Государственной Аграрной Академии. Так, в селекционной практике используется целый ряд классических селекционных индексов, таких как уборочный индекс, индекс аттракции, микрораспределений, и новых: полтавский индекс, индекс линейной плотности колоса, индекс продуктивного потенциала (Тищенко, Чекалин, 2005). Особое место в исследованиях занимает поиск корреляционных связей между признаками, и, особенно, индексами, у различных линий и сортов озимой пшеницы. Главной проблемой применения корреляционного анализа есть изменчивость величины корреляций в зависимости от условий выращивания. Ранее было показано, что корреляции между признаками у озимой пшеницы не стабильны по годам в зависимости от условий произрастания (Тищенко, Чекалин, 2005). Известно, что на значение фенотипической корреляции имеют влияние два основных фактора – генетический (аддитивное действие генов) и экологический (средовой). Соответственно, в фенотипической корреляции можно выделить генетический и средовой компоненты. Благоприятные условия произрастания усиливают средовой компонент, затрудняя тем самым выделение компонента генетического, в то время как наличие какого-либо лимитирующего фактора (засуха, засоленность, продолжительные низкие температуры, недостаточное азотное питание и др.) нивелирует средовую изменчивость, раскрывая тем самым генетический каркас признака.

В нашей селекционной работе в качестве лимитирующего фактора для снижения средовой изменчивости мы используем ранние и поздние сроки посева линий и сортов озимой пшеницы (1 сентября и 1 октября), а также метод задержки весенней вегетации путем снегования (метод В.Д. Мединца). Показано, что в большинстве случаев в селекционной практике наиболее эффективным является отбор не по прямым признакам, а по индексам.

Соответственно, вычисление корреляционных связей между индексами и признаками имеет решающее значение.

Таким образом, выявление корреляционных связей между индексами и признаками на фоне лимитирующего фактора дает возможность проводить эффективный отбор ценных генотипов на ранних этапах селекции.

Подобные исследования проводятся нами также в селекционной работе с горохом (Баташова, 2005) и другими культурами.

инструмент для эффективного отбора и анализа трансгенных растений Бердичевец И.Н.1, Шимшилашвили Х.Р.1, Синдаровская Я.Р.2, Шелудько Ю.В2, Герасименко И.М.2, Шаяхметова Д.М.1, Печковская Т.В.3, Голденкова-Павлова И.В. Институт общей генетики им. Н.И. Вавилова РАН, 119991, Россия, Москва, Губкина 3, [email protected] Институт клеточной биологии и генетической инженерии НАН Украины, Украина, 03143, Киев, ул. Заболотного, ГНУ Институт генетики и цитологии НАН Беларуси, 220072, Беларусь, Минск, Академическая 27.

При создании трансгенных растений исследователи сталкиваются с проблемой анализа первичных трансформантов на присутствие в геноме перенесенных генов. Простым и экономичным методом для этого является полимеразная цепная реакция. Однако для того, чтобы эффективно проанализировать трансформанты необходимо решить несколько задач:

оценить качество препарата выделенной геномной ДНК (по амплификации гена домашнего хозяйства), выявить наличие в геноме трансформантов последовательностей целевых генов, селективного гена, репортерного гена (если таковой имеется в экспрессионном векторе), последовательностей регуляторных элементов экспрессионных векторов и определить отсутствие агробактериальной контаминации. Для этого, обычно исследователи проводят ряд поочередных ПЦР с использованием праймеров и условий, подобранных к каждой из анализируемых последовательностей индивидуально, что требует определенных материальных и временных затрат. Для преодоления этого, нами ранее предложен новый перспективный инструмент для эффективного анализа трансформантов, позволяющий определять наличие в геномной ДНК растений последовательностей нескольких генов и регуляторных элементов одновременно – мультиплексная ПЦР.

В разработанную нами систему включены праймеры к последовательностям следующих генов: селективный ген (nptII), гены домашнего хозяйства различных видов растений (гены актина (act) табака, картофеля, томатов, NtGA2 табака, и др.), гены вирулентности Agrobacterium tumefaciens штаммов AGLO и GV3101 (virE, VirD), репортерный ген (licBM3), ряд целевых генов (desA, Cry3Amod, CYP11A1 и др.) и регуляторных элементов.

Праймеры к исследуемым последовательностям были подобраны таким образом, чтобы условия их амплификации были схожими, а амплифицированные фрагменты можно было эффективно разделять в агарозном геле. Также подобраны оптимальные соотношения каждого из праймеров системы и условия мультиплексной ПЦР, при которых происходит амплификация всех целевых последовательностей с одинаковой эффективностью.

Предложенная система мультилексной ПЦР успешно апробирована на модельных объектах (трансгенные растения табака и арабидопсиса) и на трансформантах сельскохозяйственно-важных культур (картофель, томаты, свекла, салат, клевер).

Продемонстрирована эффективность этой технологии для анализа наследования трансгенов в ряду поколений.

Работа выполнена при финансовой поддержке грантов РФФИ № 10-04-90054-Бел_а и РФФИ № 11-04-90904-моб_снг_ст.

Анализ полиморфизма ДНК сортов Triticum aestivum L.

Бобошина И.В., Боронникова С.В. 1, 1. ФГОУ ВПО «Пермский государственный национальный исследовательский университет», 614990, Россия, Пермь, ул. Букирева, 15, [email protected], [email protected] 2. Естественнонаучный институт Пермского государственного национального исследовательского университета, 614990, Россия, Пермь, ул. Генкеля, 4, [email protected], [email protected] Пшеница - ценнейшая продовольственная культура, которая занимает ведущее место в зерновом балансе нашей страны. Её продуктивность зависит от реализации генетически заложенных потенций урожайности, а также влияния конкретных погодно-климатических условий (Моргун, 2010). В последние годы активно разрабатываются методы молекулярно-генетического маркирования, которые могут дать необходимую информацию о связи признака с определенной последовательностью нуклеотидов (Гришин, 2010). Нами была разработана система ДНК-маркеров на основе ISSR–метода (Inter-Simple Sequence Repeats, Zietkiewicz at all., 1994) для выявления генетического полиморфизма и молекулярного маркирования 4 сортов Triticum aestivum L., районированных в Пермском крае. Для выделения ДНК использовали методику А. Торрес и др. (1993). Использовали пять ISSR-праймеров (ЗАО «Синтол»). Продукты амплификации разделяли путем электрофореза в 1,7% агарозном геле в 1х ТВЕ буфере. Гели окрашивали бромистым этидием и фотографировали в проходящем УФ-свете в системе гель-документации Gel Doc XR («Bio-Rad», USA). Определение длин фрагментов ДНК проводили с использованием программы «Quantity One» и маркера молекулярного веса (100 bp +1.5 + Кb DNA Ladder, «ООО-СибЭнзим-М», Москва). Один ISSR-праймер в среднем амплифицировал 8 фрагментов ДНК. Число амплифицированных фрагментов ДНК варьировало от 5 (праймер М3) до 12 (праймер М1). Процент полиморфных фрагментов ДНК с праймером М1 составил 85,4 %, с М3 – 75,0 %, с М27 – 85,3 %, с Х10 – 72,0 %, с Х11 – 90,6 %. Средний процент полиморфизма, выявленного ISSR-методом, в 4-х сортах T. aestivum составил 82,3 %.

Результаты данной работы подтвердили возможность использования ISSR-метода для анализа полиморфизма ДНК различных сортов T. aestivum.

1. Моргун В.В., Киризий Д.А., Шадчина Т.М. Экофизиологические и генетические аспекты адаптации культурных растений к глобальным изменениям климата // Физиология и биохимия культ. растений. – 2010. – Т.42, №1. – С.3-23.

2. Гришин, С.Ю., Артюхова А.В., Заякин В.В., Нам И.Я. Разработка метода генетических маркеров люпина для использования в селекционном процессе // Современная биотехнология: фундаментальные проблемы, инновационные аспекты в биотехнологии:

материалы международной конференции молодых ученых. Брянск, 26 апреля – 8 мая г. – Брянск, 2010. – С. 37–43.

3. Zietkiewicz E., Rafalski A., Labuda D. Genome fingerprinting by simple sequence repeat (SSR)-anchored polymerase chain reaction amplification // Genomics, 1994. V. 20. P. 176–183.

4. Torres A.M, Weeden N.F., Martin A. Linkage among sozyme, RFLP and RAPD markers in Vicia faba // Theor Appl. Genet. 1993. V.5. P. 937–945.

Rx гены видов Solanum: полиморфизм CC-NBS-ARC доменов Борис К.В.

Центр «Биоинженерия» Российской Академии Наук, 117312, Россия, Москва, пр-т 60летия Октября, 7, [email protected] Ген Rx1 определяет устойчивость к X вирусу картофеля и относится к CC-NBS-LRR подклассу R-генов устойчивости растений.

Последовательность Rx1 имеет ряд консервативных участков, соответствующих областям, кодирующим функциональные белковые домены, присутствующие в последовательностях многих R-белков. Основными считаются СС и NBS-ARC домены.

CC домен выполняет сигнальные функции. NBS домен является нуклеотид-связывающим.

ARC домен подразделяют на 2 субдомена: ARC1 является белок-белок связывающим, а ARC2 участвует в активации гена устойчивости в присутствии элиситора. Внутри NBSARC домена выделяют ряд консервативных мотивов: таких как P-петля, киназа-2, киназаGxP, RNBS-D, MHD, а в области СС домена мотив EDMVD.

Целью данной работы было изучение полиморфизма последовательностей CC-NBSARC доменов у гомологов Rx1 гена культивируемых и дикорастущих видов картофеля с различным статусом устойчивости к Х вирусу, от иммунных до крайне восприимчивых.

Были разработаны праймеры для амплификации последовательностей кодирующих CC-NBS-ARC домены, у образцов 11 видов картофеля (S.tuberosum, S.acaule, S.chacoense, S.leptophyes, S.marinasense, S.microdontum, S.okadae, S.berthaultii, S.brevicaule, S.gourlayi, S.megistacrolobum). Полученные ПЦР продукты были клонированы и секвенированы.

Всего было получено и проанализировано 18 последовательностей.

Длинна полученных последовательностей, включавших CC-NBS-ARC домены варьировала от 1079 п.н. (S.tuberosum) до 1423 п.н. (S.chacoense). Общий уровень полиморфизма последовательностей составил 14%. В пределах изученных фрагментов были определены все характерные консервативные мотивы. Особый интерес представляли нуклеотидные замены в последовательностях данных мотивов, так как показано, что они могут приводить к изменению функций белка. Всего в последовательностях консервативных мотивов CC-NBS-ARC доменов было выявлено 18 SNPs, 12 из которых приводили к 4 синонимичным и 8 не синонимичным аминокислотным заменам. Наиболее консервативными оказались мотивы EDMVD, и киназы-2 в пределах которых аминокислотных замен выявлено не было.

В некоторых клонированных последовательностях образцов S. tuberosum и S.

leptophyes были выявлены преждевременные стоп-кодоны. Так же у ряда изученных клонов были обнаружены делеции. Например, у клонов образца S. microdontum выявлена делеция 12 п.н. в последовательности СС домена, а у клонов образца S. tuberosum протяженные делеции (341 и 91 п.н.) захватывали области мотивов киназы-2 и киназы-3.

Наличие протяженных делеций и стоп-кодонов может говорить о присутствии среди клонированных последовательностей не только фрагментов функциональных гомологов Rx1, но и псевдогенов.

Работа выполнена при поддержке ГК 16.512. Количество хлоропластов в клетках гаплоидов и диплоидов кукурузы Бочко А.С.

Саратовский государственный университет имени Н.Г. Чернышевского, 410012, Россия, Саратов, Астраханская 83, [email protected] Хлоропласты являются важной органеллой клеток растений, обеспечивающей фотосинтез и в конечном итоге, биопродуктивность видов и урожайность возделываемых культур. Имеются данные, что у ряда культур число хлоропластов зависит от уровня плоидности. В настоящее время показано, что селекцию наиболее эффективно можно вести на гаплоидном уровне, так как уже в первом поколении проявляется действие всех генов, как доминантных, так и рецессивных. Целью данной работы было – изучить различия клеток по числу хлоропластов в зависимости от уровня плоидности у кукурузы.

Исследования проводились на партеногенетических линиях кукурузы АТ-3, АПОАПО-3(2) и гибридах между этими и амфимиктичными линиями КМС, АТТМ. В работе использовались гаплоидные и диплоидные проростки на стадии третьего листа, которые росли в кюветах на фильтровальной бумаге. Отбор на стадии проростков, до их посадки в грунт, позволяет увеличить объем работы, уменьшить ее трудоемкость и ускорить селекционный процесс. Для исследования использовали 5 мм первого листа каждого растения, отрезанного от его верхушки. Затем из этого участка листа готовился однослойный препарат и далее изучался под световым микроскопом.

Установлено, что, независимо от плоидности, минимальное количество хлоропластов в клетках проростков равно 6, максимальное – 30. Для удобства анализа все значения хлоропластов были разделены на пять классов: 6 – 10, 11 – 15, 16 – 20, 21 – 25 и 26 – 30. У всех растений наиболее часто встречаются классы 16 – 20 (26 – 37 % для n и 30 – 45 % для 2n) и 21 – 25 (31 – 43 % для n и 26 – 42 % для 2n). Сравнительно небольшое (в пределах 2 – 5 %) количество клеток имеет 6 – 10 хлоропластов, только в клетках гаплоидов линии АПО-3(1) их минимальное количество было 11. Класс хлоропластов 26 – 30 можно использовать как косвенный диагностический признак для определения плоидности, т.к. этот класс в клетках гаплоидов встречается чаще, чем в клетках диплоидов. Например, у линии АТ-3 он встречается чаще в 3,6 раза, у АПО-3(1) – в 13,4 раза, у АПО-3(2) – в 7,9 раза, у АТ-1ЧКМС – в 3,6 раза, у АТ3ЧАТТМ – в 6,5 раза.

Важной особенностью является то, что гаплоиды и диплоиды у кукурузы, по сравнению друг с другом, могут иметь клетки с большим, меньшим или равным числом хлоропластов. Является ли это следствием широко распро-странённой полиплоидизации соматических клеток, или это обычный уровень изменчивости данного признака, обусловленный другими, в том числе, разными причинами, подлежит специальным исследованиям.

Полученные данные могут быть полезными при дальнейшей разработке методов выявления гаплоидов, селекции и биотехнологических операций на гаплоидном уровне, при изучении вопросов о влиянии дозы генов, отвечающих за фотосинтетические процессы.

Работа выполнена при поддержке гранта № 2.2.3.1/11144 Аналитической ведомственной целевой программы Минобрнауки РФ «Развитие научного потенциала высшей школы».

Перевариваемость запасных белков и крахмала у линий и гибридов F1 зернового Бычкова В.1, Эльконин Л. ФГБНУ «Российский научно-исследовательский и проектно-технологический институт сорго и кукурузы», 410050, Россия, Саратов, [email protected] ГНУ «Научно-исследовательский институт сельского хозяйства Юго-Востока Россельхозакадемии», 410010, Россия, Саратов, Тулайкова, д.7, [email protected] Улучшение питательной ценности сортов и гибридов зерновых культур относится к числу важнейших задач селекции. В этой связи создание линий и гибридов с высоким содержанием и перевариваемостью запасных белков и крахмала, знание закономерностей наследования этих параметров имеют первостепенное значение. Для решения этих задач исследовали перевариваемость запасных белков и крахмала в условиях in vitro у трех гибридов F1 зернового сорго (А2 АГС/Топаз, А2 О-1237 / Пищевое 614, А2 Судзерн светлый/ Топаз) и их родительских линий (А2 АГС, Топаз, А2 О-1237, Пищевое 614, А Судзерн светлый). У этих же линий и гибридов проводили анализ содержания общего крахмала.

Среди изученных образцов наиболее высокий уровень перевариваемости белков обнаружен у линий Топаз (42.5%) и АГС (48.0%). В то же время, Судзерн светлый и сорт Пищевое 614 характеризовались значимо более низкими показателями: 66.5% и 60.0%. У гибрида F1 между линиями с контрастными значениями этого признака (А2 Судзерн светлый/ Топаз) наблюдалось промежуточное значение показателя перевариваемости белка (59.50%). У гибрида, полученного от скрещивания двух линий со сравнительно высокой перевариваемостью (А2 АГС/ Топаз), уровень перевариваемости оказался значимо ниже (61.0%), т.е., наблюдался отрицательный гетерозис (-35%). Полученные данные свидетельствуют, что высокий уровень перевариваемости запасных белков у сорго является рецессивным признаком, и у изученных линий сорго, возможно, контролируется неаллельными генами.

Максимальное содержание общего крахмала было отмечено у линий А2 АГС (76.51%) и Топаз (82.17%), при этом у гибрида на их основе уровень крахмала значимо снизился (на 13.5-19.5%). Примечательно, у линии Топаз уровень перевариваемого, т.е. биологически доступного крахмала, был наименьшим (55.7%), в то время как, у Пищевого- содержание перевариваемого крахмала несколько превышало содержание общего крахмала. Такое превышение, возможно, обусловлено, наличием у Пищевого- полностью (100%) перевариваемого крахмала, а также высвобождением глюкозы в результате частичного гидролиза гликопротеидов. В гибридных комбинациях, доля перевариваемого крахмала была значимо выше, чем у родительских линий, за исключением А2 О-1237/ Пищевое 614. Наиболее высокое содержание перевариваемого крахмала выявлено у гибрида А2 АГС/ Топаз (59.6 %).

Полученные данные свидетельствуют, что в отличие от перевариваемости запасных белков, уровень перевариваемости крахмала у гибридов F1 проявляет положительный гетерозис и возрастает при скрещивании высококрахмалистых родительских форм.

Методические аспекты агробактериальной трансформации растений томата Вакула С.1, Печковская Т.1 Анисимова Н.1, Шимшилашвили Х.2, Бердичевец И.2, Шаптуренко М.Н.1, Хотылёва Л.В. ГНУ Институт генетики и цитологии НАН Беларуси, 220072, Беларусь, Минск, Академическая 27, [email protected] ІУРАН Институт общей генетики им. Н.И. Вавилова РАН, 119991, Россия, Москва, Губкина 3, [email protected] В настоящее время для создания устойчивых к фитопатогенам растений активно используют методы трансгенеза, которые позволяют преодолеть ограничения традиционной селекции путём введения в геном реципиента желаемых генов.

Целью настоящей работы явилось создание растений томата, обладающих комплексной устойчивостью к заболеваниям, за счёт экспрессии гетерологичного гена DesA цианобактерий.

Для агробактериальной (штамм GV3101) трансформации, использовали экспрессионный вектор pBISN-desA-licBM3, несущий ген ацил-липидной десатуразы (desA), катализирующей образование двойной связи в 12 положении моноеновых жирных кислот, созданный и любезно предоставленный группой геномики растений ИОГен РАН.

В процессе исследования проведена трансформация 490 семядольных и гипокотильных эксплантов 7 селекционных линий томата (Solanum lycopersicum L.) характеризующихся различной степенью восприимчивости к грибным патогенам. В результате 135 регенерантов высажено на селективную среду (MSЅ, Km-50, cf-100), 17 - в условия in vivo. Показано, что для сохранения баланса между жизнеспособностью эксплантов томата и ингибированием роста агробактерии наиболее эффективно культивирование на MS-среде с константным содержанием антибиотика цефотаксим в концентрации 500 мг/л и отложенной селекцией на канамицине (50 мг/л).

При проведении дисперсионного анализа выявлено достоверное влияние на регенерационную способность генотипа образца и типа экспланта, тогда как эффект способа трансформации (суспензия / газон) несущественен. Высокими показателями жизне- и регенерационной способности среди изученных образцов характеризуются семядольные экспланты линий Mk1 и Евро F1. Регенерационная способность Mk1 при жизнеспособности 79% составила 121,6%. В целом использование для агробактериальной трансформации семядольных эксплантов было в 2 и более раза (в зависимости от генотипа) эффективнее, чем гипокотильных.

В настоящее время проводится ДНК- идентификация трансформированных растений томата, несущих гетерологичный ген DesA по маркёрам act (томата), T-nos, desA и licBM3.

Работа выполнена при поддержке грантов БРФФИ №Б10Р-146, РФФИ 10-04-90054-Бел_а и РФФИ 11-04-90904-моб_снг_ст Использование технологии вирус-зависимой устойчивости для создания трансгенных Виноградова С.В.

Учреждение Российской академии наук Центр "Биоинженерия" РАН, г. Москва, 117312, пр-т 60-летия Октября, д. 7, кор.1, [email protected] Наиболее перспективные генно-инженерные подходы создания устойчивых к вирусам растений основываются на использовании механизма посттранскрипционного умолкания генов (PTGS) и экспрессии гена вирусного белка оболочки (БО). Целью работы было изучение 3’-нетранслируемой области (3’-НТО) вируса некротического пожелтения жилок свеклы (Beet necrotic yellow vein virus, BNYVV) в качестве индуктора патоген-зависимой устойчивости к ризомании на модельных растениях Nicotiana benthamiana.

Для создания трансгенной устойчивости к BNYVV были получены плазмидные конструкции pBI_BNYVVср и pBI_BNYVVsil, содержащие под контролем 35S промотора кДНК гена БО BNYVV и 3’-НТО РНК2 генома BNYVV в смысловой и антисмысловой ориентации, разделенные интроном гена кукурузы ubi1. В результате вырезания интрона in vivo образуется двунитчатая форма вирусной 3’-НТО, которая может являться оптимальной мишенью для PTGS. Плазмиды несли под отдельным 35S промотором селективный ген bar, обеспечивающий устойчивость к фосфинотрицину.

Оценка эффективности использования для индукции сайленсинга фрагментов 3’-НТО BNYVV была проведена с помощью транзиентной экспрессии в растениях N. benthamiana дикого типа конструкции-мишени (в которой GFP слит с фрагментом 3’-НТО BNYVV) и pBI_BNYVVsil. С помощью Вестерн-блот анализа установлено, что уровень экспрессии GFP в случае инфильтрации штаммом, содержащим только мишень, выше, чем при одновременной инфильтрации штаммами, содержащими мишень и индуктор.

Эксперименты по получению трансгенных растений N. benthamiana проводили с использованием штамма Agrobacterium tumefaciens GV3101 с плазмидами pBI_BNYVVср и pBI_BNYVVsil. После трансформации регенеранты высаживали на селективную среду, содержащую фосфинотрицин Трансформанты, прошедшие селекцию, были проверены методом ПЦР с олигонуклеотидными праймерами, специфичными к гену bar и целевым вставкам. Анализ транскрипции трансгенной вставки в растениях проводили методом ОТПЦР с использованием праймеров, специфичных к гену bar и вирусным последовательностям. Экспрессия bar была также подтверждена иммуно-биохимическим тестом.

Анализ устойчивости к вирусной инфекции проводили в условиях теплицы с помощью механической инокуляции BNYVV гомозиготных трансгенных линий поколения T2. На трансгенных растениях, экспрессирующих 3’- НТО BNYVV, наблюдалось более позднее развитие симптомов инфекции BNYVV, чем на растениях N. benthamiana дикого типа и растениях, экспрессирующих кДНК гена БО BNYVV, что подтверждается количественно методами ИФА и ОТ-ПЦР.

Работа выполнена при финансовой поддержке Программы фундаментальных исследований Президиума РАН «Молекулярная и клеточная биология» и ГК № 16.518.11.7036.

Серия модульных векторов для клонирования целевых генов и регуляторных элементов с целью обеспечения стабильной и эффективной экспрессии Вячеславова А.О., Бердичевец И.Н. 1, Шимшилашвили Х.Р. 1, Печковская Т.В 2, Тюрин А.А. 1,Голденкова-Павлова И.В. Институт Общей Генетики им. Н.И. Вавилова РАН, 119991, Россия, Москва, ул. Губкина, ГНУ Институт генетики и цитологии НАН Беларуси, 220072, Беларусь, Минск, ул.

Академическая, e-mail: [email protected] На сегодняшний день трансгенные растения широко используются как модели для фундаментальных исследований по изучению физиологической роли растительных генов, а также для прикладных исследований в качестве биореакторов для наработки целевых белков. Оптимизация экспрессии перенесенного гена (трансгена) в растительных клетках является ключом к максимальной реализации потенциала растений для производства белков коммерческого интереса. Эффективность экспрессии трансгена обуславливается рядом факторов: кодоновым составом трансгена; регуляторными элементами, контролирующими его экспрессию и рядом других. Следует подчеркнуть, что важную роль в создании трансгенных растений играют экспрессионные вектора, используемые для трансформации растений.

Сейчас предложены и используются целый спектр экспрессионных растительных векторов, однако, наряду с преимуществами, эти вектора имеют и недостатки, которые могут сказаться на эффективности экспрессии трансгена. В связи с вышеизложенным, создание новых векторных систем для клонирования целевых генов и регуляторных элементов с целью обеспечения стабильной и эффективной экспрессии гетерологичных генов в растениях является актуальным.

На основе анализа литературы и баз данных геномов растений нами сконструирована серия модульных векторов, в которых учтено большинство факторов, обеспечивающих стабильную и эффективную экспрессию гетерологичных генов в растениях, а именно:

окружение инициирующего ATG кодона целевого гена; последовательности, кодирующие стабилизирующие аминокислоты во втором положении после инициирующего кодона и другие. Помимо этого, модульная структура сконструированных векторов позволяет легко проводить замену регуляторных элементов, контролирующих экспрессию трансгена в растениях, таких как промоторы, последовательности лидерных пептидов, и других, важных для эффективной экспрессии трансгена.

Для апробации полученных модульных векторов, нами был сконструирован бифункциональный репортерный ген, представляющий собой транскрипционнотрансляционное слияние двух генов, кодирующих белок термостабильной лихеназы Clostridium thermocellum и красный флуоресцентный белок. Таким образом, сконструированный бирепортерный ген, позволяет легко и экономично определять локализацию белкового продукта целевого гена и проводить количественную оценку накопления целевого белка в растениях.

Работа выполнена при финансовой поддержке грантов РФФИ №09-04-01518_а и №11моб_снг_ст.

Генетическая трансформация Ряски малой с целью создания съедобных вакцин Гиляшова Н.В1., Тарасенко И.В2., Таранов А.И1., Фирсов А.П2., Митюшкина Т.Ю2., Долгов С.В1,2.

Пущинский Государственный Университет, 142290, Россия, г.Пущино Московской области, проспект Науки, дом Филиал Института Биоорганической химии РАН, 142290, Россия, Московская обл.

г.Пущино, проспект Науки, дом [email protected] Растительные системы синтеза различных пептидов и белков сейчас активно используются наряду с микробными культурами и дорогостоящими культурами клеток млекопитающих.

В последнее время представители семейства Рясковых (Lemnaceae) и Ряска малая (Lemna minor L.) в частности рассматриваются как перспективные объекты для использования в биотехнологии и биофарминге. Этому способствует ряд таких преимуществ Ряски малой, как преобладание вегетативного размножения, высокая скорость роста (время удвоения биомассы – от 36 часов), высокое содержание белка (достигает 45%).

Целью данного исследования было провести генетическую трансформацию Ряски малой для получения стабильной экспрессии в ней пептида M2e белка M2 вируса гриппа птиц A/chicken/Kurgan/5/2005(H5N1) с целью создания съедобной вакцины. Последовательность 5’-концевого фрагмента M130 гена M2, включающего пептид M2e, была синтезирована методом лигирования синтетических олигонуклеотидов, с предварительной оптимизацией для экспрессии в Ряске малой. В последнее время показана возможность использования субъединицы B рицина – лектина из клещевины (Ricinus communis) в качестве адъюванта при производстве «съедобных» вакцин растительной природы. На основе бинарного экспрессионного вектора pBI121 в трансляционном слиянии были клонированы гены субъединицы B рицина и M130. Также к 3’-концу гена M130 был добавлен фрагмент, кодирующий хитинсвязывающий домен из хитиназы A, что позволит использовать хитинсодержащие носители для оптимизации количества антигена в растительном экстракте. Полученная плазмида, названная pBIspRM130CBD, была использована для агробактериальной генетической трансформации растений Ряски малой.

Получены каллусные линии Ряски малой, которые в настоящее время активно регенерируют на селективной среде. С помощью ПЦР-анализа было доказано присутствие генов M130 и B субъединицы рицина в 9 линиях растений-регенерантов Ряски малой, пролиферирующих на жидкой селективной среде. В данное время продолжается отбор трансгенных линий растений-регенерантов и проводится их молекулярно-генетический анализ.

Оценка аллельного состояния генов Wx в коллекции мягкой озимой пшеницы Гладких Н.И., Климушина М. В.

Российский Государственный Аграрный Университет – МСХА им. К.А. Тимирязева, Центр молекулярной биотехнологии, Москва 127550, [email protected] Основным компонентом зерновки пшеницы является крахмал. Он накапливается в виде гранул, которые состоят из полисахаридов двух типов – разветвленного амилопектина и линейной амилозы. Главную роль в образовании амилозы играет фермент гранулсвязанной синтазы крахмала (GBSSI). Гены, кодирующие GBSSI, получили название Wx.

Недавно были идентифицированы мутации (нуль-аллели), приводящие к потере одного или более изоформ GBSSI. Присутствие нуль-аллелей генов Wx приводит к образованию крахмала с пониженным содержанием амилозы. Кроме нуль-аллелей были обнаружены и охарактеризованы целый ряд различных функциональных аллелей генов Wx. Так в году был выявлен новый аллель Wx-B1е. Белок, кодируемый данным аллелем, имеет отличную от других аллелей Wx-B1 гена подвижность в геле, что отражает существенные структурные изменения в аминокислотной последовательности. Поиск и изучение новых типов аллелей генов Wx является важным аспектом в повышении эффективности селекции пшеницы на качество крахмала.

Целью нашей работы был поиск аллельных вариантов генов Wx в коллекции мягкой пшеницы с помощью молекулярных маркеров. В исследованиях использовали коллекцию из девяноста девяти краснозерных сортов мягкой пшеницы и двадцати четырех сортов твердой пшеницы селекции Краснодарского НИИСХ имени П.П. Лукьяненко.

С помощью молекулярных маркеров среди сортов коллекции мягких пшениц КНИИСХ имени П.П. Лукьяненко, было обнаружение всего два сорта несущих аллели Wx-B1e по гену Wx-B1 и два сорта несущих нуль-аллели Wx-А1b по гену Wx-А1. Все сорта твердой пшеницы несли только аллели дикого типа. Основное использование мягкой пшеницы у нас это, прежде всего хлебопечение, соответственно давление отбора в данном случае не наблюдалось. Так же следует учитывать, что основные источники нуль-аллелей это белозерные сорта азиатского происхождения, а наша селекция традиционно ориентируется на краснозерные сорта, ввиду их преимущества в нашей климатической зоне. Поэтому и вероятность нейтрального привнесения нуль-аллеля в результате селекционных скрещиваний была крайне мала.

Имеющаяся в базе данных последовательность малоизученного аллеля Wx-B1е имеет размер 441 пн. Для секвенирования полногеномной последовательности аллеля Wx-B1e нами были использованы праймеры, позволяющие амплифицировать три перекрывающихся фрагмента Wx-B1e. Три фрагмента полностью покрывали последовательность гена. Были проведены клонирование и секвенирование трёх фрагментов Wx-B1e аллеля у сортов, отобранных в процессе скрининга коллекции.

BLASTN анализ полученных сиквенсов свидетельствует, что они имеют большую схожесть с Wx геном T. speltoides. Последний вид мог являться донором данного аллеля в процессе эволюции.

Анализ наследования та сцепления локусов, которые кодируют морфологические признаки и изоферменты у фасоли обычной (Phaseolus vulgaris) Головань Л.В., Пузик В.К.

Харьковский национальный аграрный университет им. В.В. Докучаева, 62483, Украина, Харьковская обл., Харьковский р-н, п/о «Коммунист – 1», учебный городок ХНАУ, [email protected] Изоферменты широко используются в практической работе с растениями. Одним с приоритетных методов их использования является анализ сцепления морфологических и изоферментных генов. Использование ферментов в качестве генетических маркеров позволяет определять группы сцепления и складывать генетические карты. Анализ проводился на двух комбинациях фасоли обыкновенной с использованием системы шикиматдегидрогеназы (SKDH). Изоферментный спектр выявляли методом вертикального электрофореза в полиакриламидном геле (ПААГ). Экстракцию фермента проводили с семечек 0,02 М Трис-HCl буфером (рН 7,5), который имел 0,01 мМ PVP; 0,006 мМ ЕДТА;

0,01 мМ ДТТ та 20% сахарозы. Для разделения ферментов использовали Трис-ЕДТАборатную буферную систему – 0,09 М Трис, 0,09 М Н3ВО3, 0,0031М ЕДТА з рН 8,3.

Гистохимическое окрашивание делали за методикой Шоу и Пассада с модификациями.

Проверку нулевой гипотезы соответствия фактического расщепления теоретически ожидаемому, а также тест на сцепление локусов изучали с использованием 2–критерия.

При гистохимическом окрашивании SKDH образцов фасоли нами была установлена одна основная зона активности. Были выделены быстрый и медленный компоненты, которые могут соответствовать аллельным вариантам одного гена. Спектр каждого исследованного генотипа фасоли не расщеплялся, что свидетельствует о гомозиготности материала, который изучался за генами шикіматдегідрогенази (SKDH). Анализ гибридов F1 показал, что наследование признака происходит за кодоминантным типом:

изоферментный спектр характеризовался объединением компонентов, которые были выявлены у родительских форм. В результате анализа гибридов F2 соотношение фенотипических классов за шикиматдегидрогеназой составил 1SS:2FS:1FF, что соответствует теоретически ожидаемому расщеплению при моногенном наследовании.

Проверка гипотезы на независимое наследование генов, которые контролируют морфологические признаки и изофермент показала следующие результаты: независимое наследование таких пар признаков: Skdh + характер роста; Skdh + окраска цветка; Skdh + пигментация на растении, Skdh + тип куста. Гены, что контролируют эти признаки, очевидно, размещены на разных хромосомах и могут служить маркерами различных групп сцепления. За парами других признаков: окраска семян + пигментация на растении, окраска цветка + пигментация на растении, окраска семян + окраска цветка и тип куста + характер роста установлено сцепление генов и высчитанный процент рекомбинаций.

Генетические основы адаптации Arabidopsis thaliana (L.): время зацветания и Грицких М.В., Федоренко О.М.

Учреждение Российской академии наук Институт биологии Карельского научного центра РАН, 185910, Россия, Петрозаводск, Пушкинская, 11, [email protected] К настоящему времени среди исследователей сложилось представление, что главной детерминантой в адаптации к условиям окружающей среды у Arabidopsis thaliana является признак время начала цветения. Изучение полиморфизма A. thaliana по времени начала цветения показало, что карельские популяции представлены в основном позднецветущими (озимыми) формами. По нашим данным, растения четырех популяций (Климецкий, Кончезеро, Косалма, Шуйская) без предварительной холодовой обработки их семян зацветали через 3–6 месяцев. В популяции Радколье только 7% растений зацветали через 2,5–3 месяца, а остальные были позднецветущими (цветение через 3–6 месяцев).

Одна популяция – Царевичи – оказалась полиморфной по времени начала цветения. Она представлена как позднецветущими, так и относительно раннецветущими формами: 16% растений зацветали на 36 – 45 день, через 2,5 месяца зацветала большая часть растений этой популяции, а на долю позднецветущих (зацветали через 90 дней и более) приходилось13,5 %.

Потребность в яровизации – один из важнейших факторов определяющих время начала цветения растений северных экотипов. Несмотря на то, что известно огромное количество генов, контролирующих время зацветания, потребность в яровизации сегрегирует как моногенный признак, картированный в локусе FRIGIDA (FRI).

Установлено, что эффект позднего цветения FRI-локуса полностью элиминируется 40дневной холодовой обработкой (Lee, Amasino, 1995). В связи с этим был проведен учет времени цветения растений после холодовой обработки семян (40-дневная яровизация).

Яровизация оказала существенное влияние: растения всех популяций зацветали не позднее чем, через 75 дней от прорастания. Однако влияние яровизации было не одинаковым. Так в двух популяциях Радколье и Царевичи массовое цветение наступало через 20-35 дней. В остальных популяциях в эти сроки зацветало около 25%, большая же часть растений начинали цвести только через 36-60 дней.

Результаты исследований позволяют предположить, что яровизация, не единственный путь регуляции зацветания растений A. thaliana. Возможно, в этом процессе в карельских популяциях участвуют и гены автономного пути, которые, как и яровизация снижают уровень экспрессии гена FLC, что приводит к зацветанию растения. Вопрос об участии генов автономного и других генетических систем, отвечающих за регуляцию времени зацветания у A. thaliana представляет интерес для дальнейших исследований.

Создание геном-специфических dCAPS-маркеров к генам FAE1.1, контролирующим содержание эруковой кислоты в семенах рапса Грушецкая З.Е., Мозгова Г.В., Лемеш В.А.

Институт генетки и цитологии НАН Беларуси, 220072 Республика Блерусь, г. Минск, ул.

Академическая, 27 [email protected] При создании сортов рапса пищевого назначения основной задачей является увеличение содержания масла в семенах и повышение его качества, которое, прежде всего, определяется отсутствием в составе жирных кислот эруковой кислоты. Данная кислота не полностью разлагается в организме, что может быть причиной отложения жиров в мышцах и поражения миокарда. Селекция рапса технического направления основана на создании сортов с оптимальным составом жирных кислот, для производства биодизеля необходимо относительно высокое содержание эруковой кислоты в рапсовом масле. Для селекции рапса одной из существенных проблем является аллополиплоидный характер генома. В формировании селекционно ценного признака участвуют оба родительских генома, причем аллели, определяющие признак, могут быть практически идентичны. В этой связи возможным решением проблемы выявления доли участия определенного генома в развитии селекционно ценного признака может быть разработка геном-специфических ДНК-маркеров.

Уровень содержания эруковой кислоты у рапса определяется двумя гомологичными генами, локализованными в A- и C-геномах., причем они проявляют сходство нуклеотидов на 99,4%. К формированию растений рапса типа «канола» с практически нулевым содержанием эруковой кислоты приводит замена одной пары оснований гена FAE1. генома А, результатом которой является замена аминокислоты серин на фенилаланин.

Нами разработана система геном-специфичной идентификации аллелей гена FAE1.1, отвечающего за синтез эруковой кислоты в геноме А рапса. Данные маркеры позволяют не только идентифицировать SNP-мутацию в гене FAE1.1, определять гомо- и гетерозиготное состояние локуса, но и достоверно различать гены FAE1, принадлежащие С-геному рапса, полученному от капусты, от генов FAE1, принадлежащих А-геному рапса, источником которого является сурепица.

Фигура 1. Электрофореграмма Рис 2. Электрофореграмма продуктов рестрикции продуктов амплификации с геном-специфичными гетерозиготные генотипы с промежуточным праймерами к генам FAE1. содержанием эруковой кислоты, 2,3 – Дорожки 1 – капуста, 2 – рапс, 3 гомозиготные генотипы с нулевым содержанием Оценка коллекции яровой тритикале на устойчивость к засухе Гущин А.В.

ФГБОУ ВПО Российский государственный аграрный университет – МСХА имени К.А. Тимирязева, 127550, Россия, Москва, ул. Тимирязевская ГОУ ЦО №734 «Школа самоопределения», 105484, Россия. Москва, Сиреневый бул., 58А, [email protected] Глобальные изменения климата приводят как к повышению вероятности появления засушливых лет в регионах, где засуха была редким явлением, так и к появлению новых зон с засушливыми условиями, что требует срочного выведения новых сортов сельскохозяйственных культур, устойчивых и/или толерантных к условиям засухи.

Молодая зерновая культура – яровая тритикале, сочетает в себе ценные качества родительских видов – пшеницы и ржи, что делает ее перспективной для использования в качестве устойчивой к засухе. Интенсивное использование ее возможно в случае более тщательного изучения имеющегося разнообразия и выведения новых генотипов.

Получение засухоустойчивых сортов тритикале с высокой урожайностью является очень значимым для сельского хозяйства нашей страны и для мира в целом.

Тритикале в настоящее время занимает посевные площади 4279917 га из них в Европе возделывается 3581620 га. Лидером по возделыванию является Польша – 1465000, Россия находится на 5 месте 187000 га (FAOSTAT 2009).

Яровая тритикале – новая и пока еще недостаточно изученная зерновая культура.

Важным этапом селекционно-генетической работы является комплексная оценка генотипов по генетическим, физиологическим, морфологическим и биохимическим признакам.

Целью данной работы являлась характеристика набора из 45 образцов яровой тритикале, а также 1 сорта яровой мягкой пшеницы и 1 сортообразца яровой ржи по показателям устойчивости к засухе, и выделение наиболее ценных генотипов для использования в селекционно-генетической работе.

В результате проведенных исследований установлено, что большинство образцов яровой тритикале характеризуются высокой устойчивостью к засухе во время прорастания, не уступая изученным сортообразцам пшеницы и ржи. По водоудерживающей способности практически все изученные образцы яровой тритикале превосходят изученные образцы пшеницы и ржи. Лучшими образцами яровой тритикале были образцы S1730, С-92, Ярило, Укро, Лана, Дублет, Легало, S1713, 131/7, S1724, 131/721, Л8666. По выходу электролитов в условиях стресса тритикале характеризуются большей устойчивостью, чем изученные образцы пшеницы и ржи. Лучшими образцами тритикале были Укро, Лана, Дублет, Легало, S1713, 131/7, S1724, С-92. Наименьшее снижение урожая в условиях полевой засухи 2010 года в сравнении с условиями 2010 года показали образцы Укро, С-90, С-92, Л8666, Л8624, Л2430, S1730, S1724, S1713. По комплексу проанализированных показателей сорта Укро, Дублет, Легало могут быть использованы для вовлечения в скрещивания и получения новых ценных генотипов.

Полученные в ходе реализации проекта данные используются в практической селекционно-генетической работе кафедры генетики и биотехнологии Российского государственного аграрного университета – МСХА имени К.А. Тимирязева.

Полиэмбриония у растений: связь с системами репродукции Демихова Д.С.

Саратовский государственный университет имени Н.Г. Чернышевского, 410012, Россия, Саратов, Астраханская, 83, [email protected] Полиэмбриония (или многозародышевость семян) у растений является важ-ным разделом репродуктивной биологии. Она может быть связана с решением ряда научных и прикладных вопросов (генетических, цитологических, эволюционных, биотехнологических, селекционных, семеноводческих). На основании собственных данных на кукурузе и литературных данных по другим видам нами сделано обоб-щение о генетических механизмах детерминации полиэмбрионии, о влиянии пара-типических факторов, об эффективности отбора, о создании линий-доноров поли-эмбрионии и возможности передачи этого признака потомству при гибридизации, о причинах связи (или её отсутствия) с неполовыми системами размножения (гаплои-дией, апомиксисом, андрогенезом, партеногенезом), о гетероплоидии близнецов.

Установлено, что у большинства линий кукурузы полиэмбрионы встречаются с частотами менее 0,05 %; у гибридов между такими линиями (при гетерозисе по признакам структуры урожая) тенденций к увеличению встречаемости полиэмб-рионии не отмечено.

У линий кукурузы с высокой склонностью к партеногенезу, встречаемость полиэмбрионии была на несколько порядков выше (до 5 – 10%).Такой уровень сохранялся в разные годы экспериментов, включая с экстремальными условиями (засуха, жара).

Способность к полиэмбрионии у этих линий была обусловлена генетически и могла передаваться потомству через яйцеклетку и пыльцу. Последнее позволило создать аналоги этих линий с цитоплазмами Т, S, C и B типов, вызываю-щих мужскую стерильность (ЦМС).

Полиэмбрионы были типов n – n, n – 2n, 2n – 2n, n – n – 2n, n – 2n – n. От 50 до 90 % близнецов были гаплоидными, У этих линий с высокой частотой встреча-лись также моноэмбрионные гаплоиды, что позволило сформулировать следующее правило – встречаемость моноэмбрионной гаплоидии может находиться в прямой корреляционной связи с полиэмбрионией. Однако, во многих случаях такая связь отсутствовала. Были выявлены причины этого. Главная из них была обусловлена тем, что моноэмбрионные гаплоиды могли возникать вследствие двух разных форм партеногенеза: 1) контролируемого генотипом материнского родителя и 2) индуци-рованного атипичной пыльцой отцовской формы. Прямая корреляция оказалась свойственной только первой форме. Количественное проявление партеногенеза и соответственно гаплоидии могло зависеть от степени зрелости клеток зародышевого мешка, обусловленной задержкой опыления, температурным фактором и др. Тем не менее, у партеногенетических линий полиэмбрионы и гаплоиды встречались и при свободном опылении, т.е. при минимальной задержке опыления. Почти все гаплои-ды были матроклинными, однако встречались и моноэмбрионные матроклинные диплоиды и андрогенные гаплоиды, а также полиэмбрионы с матроклинными и андрогенными близнецами. Полученные данные позволяют оптимизировать методы отбора линий на партеногенез, полиэмбрионию и гаплоидию.

Работа выполнена при поддержке грантом 2.1.1/11524 Аналитической ведомственной целевой программы Минобрнауки «Развитие научного потенциала высшей школы».

Влияние ауксинов на образование микроклубней диоскореи нипонской (Dioscorea nipponica. M.) и диоскореи кавказской (Dioscorea caucasia. L.) in vitro Доан Тху Тхуи, Калашникова Е.А.

Российский государственный аграрный университет-МСХА имени К.А. Тимирязева, 127550 г. Москва, ул. Тимирязевская, 49, [email protected].

Диоскорея является ценной лекарственной культурой, богатой биологически активными веществами, в частности диосгенином, который накапливается в различных тканях и органов этих растений и обладает противоопухолевым действием, снижает содержание холестерина в крови, а также усиливает устойчивость растений к действию стрессовых абиотических и биотических факторов окружающей среды и др. В настоящее время насчитывается около 650 видов диоскореи, из которых лишь 50 видов синтезирует в клетках растений диосгенин. К таким культурам относятся диоскорея нипонская (Dioscorea nipponica) и диоскорея кавказская (Dioscorea caucasia), которые в настоящее время являются исчезающими видами и занесены в Красную Книгу России. Семенной способ размножения данных видов не эффективен, поскольку семена обладают низкой всхожестью из-за малой жизнеспособности зародышей. Поэтому основной способ размножения – вегетативный за счет образования растений из сегментов корневища и микроклубней.

Целью настоящей работы было изучение влияния ауксинов на образование микроклубней у двух видов диоскореи, которые в естественных условиях клубни не образуют. В качестве первичного экспланта использовали стерильные микропобеги с одной апикальной почкой. Экспланты культивировали на питательной среде, содержащей минеральные соли по прописи Мурасига и Скуга, витамины по Гамборгу, сахарозу 3%, агар 0,7%, а также препарат Дропп в концентрации 0,2 мг/л. Для индукции образования микроклубней в питательную среду добавляли ИУК или ИМК в концентрациях 1, 3, 5, мг/л. В этих условиях микрорастения выращивали в течение 16 недель, после чего у них замеряли длину стебля, корня и количество микроклубней, образовавшихся у основания стебля, и воздушных клубней, образовавшихся в пазухе листьев.

Исследования показали, что гормональный состав питательной среды оказывает существенное влияние на формирование микроклубней. Причем была обнаружена генотипическая зависимость. Так, диоскорея нипонская обладала высоким морфогенетическим потенциалом, который проявлялся в формировании микроклубней двух типов: 1) у основания стебля, 2) воздушные клубни в пазухе листьев. В то время как у диоскореи кавказской, как правило, формировались микроклубни у основания побега.

В исследованиях по влиянию различных ауксинов на процесс формирования микроклубней были установлены некоторые закономерности: 1) с увеличением концентрации ауксина в среде до 5 мг/л повышалась способность эксплантов формировать микроклубни; 2) дальнейшее увеличение концентрации ауксина до 7 мг/л приводило к снижению учитываемого показателя; 3) концентрация ауксина в среде 1 мг/л способствовала формированию более длинных стеблей (5-7 см); 4) присутствие в питательной среде ИУК оказывало влияние на формирование воздушных микроклубней, а ИМК – у основания стебля.

Идентификация типа ЦМС у стерильных образцов семейства Brassicaceae Домблидес Е. А., Домблидес А.С.

ГНУ ВНИИ селекции и семеноводства овощных культур, 143080, Россия, М.о., Одинцовский р-н, п/о Лесной городок, п. ВНИИССОК, ВНИИССОК, [email protected] На 43 стерильных образцах семейства Brassicaceae Burnett из коллекции ГНУ ВНИИССОК с использованием 18 пар праймеров были проведены исследования по определению типа стерильности. Для исследования были взяты фертильные и стерильные растения капусты белокочанной (10 образцов), капусты савойской (2 oбразца), капусты брюссельской ( образца), кольраби (4 образца), дайкона (2 oбразца), редиса (22 образца). Из литературных источников отобраны праймеры, позволяющие идентифицировать тип цитоплазмы у стерильных растений семейства Brassicaceae Burnett. Для ПЦР анализа на тип ЦМС Ogura использовали 12 пар праймеров - 138Xba и 138Eco, Orf138-F1 и Orf138-R, Orf138-F2 и OrfB-R1, ogu-5’ и ogu-3’, orf138-5’ и orf138-3’, Og-1 и Og-2, F* и R*, P11 и P12, orfBF и orfBR, orfBF’ и orfBR2, P6+(orfB) и P6-(orfB), Me6 и Em7; на тип ЦМС napus две пары праймеров - nap-5 и nap-3, P21 и P22; на тип ЦМС polima три пары праймеров- pol-5’ и polOrf224f и Orf224r, P21 и P32, а также на тип цитоплазмы нормального редиса - rad-5’ и rad-3’(Yamagishi H., Glimelius K., 2003; Мontegi T. et al., 2003; Wei et al.,2005; Wang C. et al., 2006; Giancola S. et al., 2007; Карлов Г.И, 2009; Yao Xueqin et al., 2009; Zhao H.X. et al., 2010). Условия амплификации, описанные в литературных источниках, для некоторых праймеров (Orf138-F2 и OrfB-R1, ogu-5’и ogu-3, Og-1 Og-2, nap-5 и nap-3, pol-5’и pol-3’) не совпали. Приходилось проводить дополнительную оптимизацию условий ПЦР для каждой пары праймеров. Температурный градиент был использован для точного определения нужной температуры отжига праймера на матрицу. Задача состояла в том, чтобы получить четкий, дискретный и воспроизводимый в трех повторностях ампликон. В итоге, был идентифицирован тип стерильности ЦМС Ogura у образцов белокочанной капусты, дайкона и редиса на основе ПЦР. У стерильных образцов капусты савойской, капусты брюссельской и кольраби генов, связанных со стерильностью цитоплазмы типа ЦМСnap, ЦМСpol, ЦМСogu обнаружено не было, что подтвердилось последующими фенологическими наблюдениями за потомством, полученным при биотехнологическом размножении.

Ген orf138 известен как маркерный ген цитоплазмы типа ЦМС Ogura и используется для характеристики ЦМС. Ранее, было выделено 9 типов гена orf138 от А до Н (Yamagishi H., Terachi T., 2001). Расшифровка последовательности продукта полученного с праймерами Orf138-F2 и OrfB-R1 у наших образцов редиса, дайкона и белокочанной капусты подтвердило его гомологию с митохондриальной ДНК специфичной для гена orf138 – типа А. Однако было обнаружено несколько новых замен в известной последовательности. У всех исследованных образцов была обнаружена делеция двух нуклеотидов АА по 20- позиции. А также, у образцов белокочанной капусты и редиса наблюдалась замена А на G по 18 позиции, еще одна замена была обнаружена у образцов белокочанной капусты – замена G на А по 410 позиции.

Определение генотипов у различных сортов мягкой пшеницы по генам, Емцева М., Ефремова Т.

Институт цитологии и генетики СО РАН, 630090, Россия, Новосибирск, пр.

Лаврентьвева, 10, [email protected] Представляет интерес вскрытие закономерностей в распределении генов типа развития мягкой пшеницы в связи с определенными условиями выращивания. Нами были определены генотипы по генам Vrn у 18 сортов яровой пшеницы методом гибридологического анализа и ПЦР-анализа. Установлено, что большинство изученных сортов имело один или два доминантных гена Vrn: 7 сортов имели один доминантный ген Vrn-A1, 9 сортов – два доминантных гена Vrn-A1 Vrn-B1, два сорта имели три доминантных гена Vrn-A1 Vrn-B1 Vrn-D1 (табл.). Доминантный ген Vrn-D1 присутствовал у двух сортов из Казахстана и Туркмении. Среди российских сортов этот ген не встречался.

Как известно, доминантный ген Vrn-A1 эпистатичен по отношению к другим генам Vrn (Pugsley, 1971). Однако у всех 18 изученных сортов, у которых было показано наличие доминантного гена Vrn-A1, время колошения варьировало с 6/07 по 18/07. Это может быть связано с разными условиями внешней среды, а также с тем, что все сорта имеют разные генотипы, в частности, разные гены чувствительности к фотопериоду Ppd и раннеспелости Eps.

У некоторых сортов наблюдалось несоответствие генетических, молекулярных и литературных данных по генотипам Vrn. Это можно объяснить несколькими причинами: 1.

сорт мог быть гетерогенным; 2. данный ген мог находиться в гетерозиготе; 3. изучаемый ген имел другой аллель, к которому могли не подойти праймеры.

Таблица. Генотипы сортов пшеницы по генам Vrn и время колошения в поле.

Работы выполнена при поддержке гранта РФФИ (10-04-00661_а).

Получение новых линий мягкой пшеницы с 1BL.1RS транслокацией и пшеничноржаным 5R(5A) и 5R(5D) замещением хромосом Ефремова Т.Т., Арбузова В.С., Чуманова Е. В., Трубачева Н.В., Осадчая Т. С.

Институт цитологии и генетики СО РАН, 630090, Россия, Новосибирск, пр.акад.

Лаврентьева 10, [email protected] Пшенично-ржаная транслокация 1BL.1RS широко используется во многих селекционных программах и присутствует среди большого числа сортов мягкой пшеницы. В значительной мере это связано с тем, что траслокация 1BL.1RS несет гены устойчивости к патогенам пшеницы. Это гены устойчивости к мучнистой росе (Pm8), к стеблевой ржавчине (Sr31), к бурой ржавчине (Lr26) и устойчивости к желтой ржавчине (Yr9). Кроме того, предполагают, что её присутствие положительно влияет на проявление признаков продуктивности и адаптивности в зависимости от генетического фона пшеницы.

Селекционная ценность транслокации 1BL.1RS стимулировала работы по передаче отдельных хромосом ржи или их фрагментов в геном мягкой пшеницы, таких как 2RS, 2RL, 3RS, 4RL, 5RL, 6RL и 7RS (Vahl et al. 2001). Перспективным направлением является создание новых форм мягкой пшеницы, сочетающих пшенично-ржаные транслокации и чужеродное замещение отдельных хромосом. Кроме того, не изучены эффекты присутствия нескольких транслокаций на проявление хозяйственно-ценных признаков.