«ФИЗИОЛОГИЯ РАСТЕНИЙ ФЕДЕРАЛЬНОЕ АГЕНТСТВО ПО ОБРАЗОВАНИЮ ГОУ ВПО МАРИЙСКИЙ ГОСУДАРСТВЕННЫЙ УНИВЕРСИТЕТ О.Л. Воскресенская, Н.П. Грошева, Е.А. Скочилова ФИЗИОЛОГИЯ РАСТЕНИЙ Допущено Учебно-методическим объединением по ...»
О.Л. Воскресенская, Н.П. Грошева
Е.А. Скочилова
ФИЗИОЛОГИЯ РАСТЕНИЙ
ФЕДЕРАЛЬНОЕ АГЕНТСТВО ПО ОБРАЗОВАНИЮ
ГОУ ВПО «МАРИЙСКИЙ ГОСУДАРСТВЕННЫЙ УНИВЕРСИТЕТ»
О.Л. Воскресенская, Н.П. Грошева,
Е.А. Скочилова
ФИЗИОЛОГИЯ РАСТЕНИЙ
Допущено Учебно-методическим объединением по классическому университетскому образованию в качестве учебного пособия для студентов, обучающихся по специальностям:
011600 – Биология и 013500 – Биоэкология Йошкар-Ола, 2008 ББК 28.57 УДК 581.1 В 760 Рецензенты:
Е.В. Харитоношвили, канд. биол. наук, доц. Московского государственного университета им. М.В. Ломоносова;
В.Н. Карасев, д-р с.-х. наук, проф. Марийского государственного технического университета Воскресенская О.Л., Грошева Н.П., Скочилова Е.А.
В 760 Физиология растений: Учебное пособие. / Мар. гос. ун-т. – Йошкар-Ола, 2008. – 148 с.: ил.
ISBN 978-5-94808-403- Учебное пособие содержит описание лабораторных работ по курсу «Физиология растений». Для каждой работы дано краткое теоретическое пояснение, приведен перечень материалов и оборудования. В конце каждого раздела приведены контрольные вопросы. Большое внимание уделяется самостоятельной работе студентов, в рамках которой предлагается словарь терминов, тесты, рисунки, схемы и краткие сведения об ученых, внесших вклад в изучение отдельных разделов физиологии растений.
Учебное пособие составлено в соответствии с ГОС специальностей 011600 – Биология и 013500 - Биоэкология по учебной дисциплине ОПД. Ф. 02.01«Физиология растений».
ББК 28. УДК 581. © О.Л.Воскресенская, Н.П.Грошева, ISBN 978-5-94808-403- Е.А.Скочилова, © ГОУВПО «Марийский государственный университет»,
СОДЕРЖАНИЕ
ВВЕДЕНИЕ1. ФИЗИОЛОГИЯ РАСТИТЕЛЬНОЙ КЛЕТКИ
1.1. Явления плазмолиза и деплазмолиза
1.2. Явление колпачкового плазмолиза
1.3. Временный и стойкий плазмолиз
1.4. Получение искусственной «клеточки Траубе»
1.5. Явление тургора
1.6. Влияние ионов калия и кальция на вязкость цитоплазмы растительных клеток
1.7. Определение вязкости протоплазмы методом центрифугирования
1.8. Прижизненное окрашивание клеток нейтральным красным. 1.9. Диагностика повреждения растительной ткани по увеличению ее проницаемости
1.10. Определение потенциального осмотического давления клеточного сока методом плазмолиза
1.11. Определение сосущей силы клеток по изменению концентрации растворов методом струек (по В.С. Шардакову)... 1.12. Определение сосущей силы растительной ткани методом полосок (по Лилиенштерн)
2. ВОДНЫЙ ОБМЕН РАСТЕНИЙ
2.1. Наблюдение за движением устьиц под микроскопом............ 2.2. Определение интенсивности транспирации весовым методом
2.3. Сравнение транспирации верхней и нижней сторон листа хлоркобальтовым методом (по Шталю)
2.4. Определение разных фракций воды методом Окунцова-Маринчик
3. ФОТОСИНТЕЗ
3.1. Химические свойства пигментов листа
3.2. Оптические свойства пигментов
3.3. Разделение пигментов методом бумажной хроматографии
3.4. Определение содержания каротина в корнеплодах моркови
3.5. Определение интенсивности фотосинтеза методом ассимиляционной колбы (по Л.А. Иванову и Н.Л. Коссович)...... 4. ДЫХАНИЕ РАСТЕНИЙ
4.1. Газометрическое определение каталазы
4.2. Определение содержания аскорбиновой кислоты в растениях (по И.К. Мурри)
4.3. Определение интенсивности дыхания (по Бойсен-Иенсену). 4.4. Определение дыхательного коэффициента прорастающих семян
5. МИНЕРАЛЬНОЕ ПИТАНИЕ
5.1. Микрохимический анализ золы растений
5.2. Анализ сока растений (по К.П. Магницкому)
5.3. Определение общей и рабочей адсорбирующей поверхности корневой системы (по И.И. Колосову)
6. РОСТ И РАЗВИТИЕ РАСТЕНИЙ
6.1. Наблюдение за ростом корней при помощи микроскопа....... 6.2. Действие гетероауксина на рост корней
6.3. Определение содержания ростовых веществ в растении
7. УСТОЙЧИВОСТЬ РАСТЕНИЙ К НЕБЛАГОПРИЯТНЫМ
УСЛОВИЯМ СРЕДЫ7.1. Определение способности растительных тканей выносить обезвоживание
7.2. Определение жаростойкости растений
7.3. Защитное действие сахаров на протоплазму
7.4. Защитное действие сахара на белки протоплазмы при отрицательных температурах
8. САМОСТОЯТЕЛЬНАЯ РАБОТА СТУДЕНТОВ
8.1. Термины по курсу «Физиология растений»
8.2. Контрольные вопросы, расчетные задания и задачи.............. 8.3. Тестовые задания
9. КРАТКИЕ СВЕДЕНИЯ О СТАНОВЛЕНИИ ФИЗИОЛОГИИ
РАСТЕНИЙ И ОБ УЧЕНЫХ ФИЗИОЛОГАХЛИТЕРАТУРА
ФИЗИОЛОГИЯ РАСТЕНИЙ В СХЕМАХ И ТАБЛИЦАХ.............
ВВЕДЕНИЕ
Дальнейший прогресс в развитом обществе требует при подготовке профессионалов в вузах формирования самостоятельно мыслящей личности. Это отражено в программах Государственных образовательных стандартов (ГОС) по специальностям высшего профессионального образования, утвержденных Федеральным агентством по образованию.Исходя из этого, усилия преподавателей в вузе должны быть направлены не только на решение образовательных задач, но и на развитие личностных и интеллектуальных качеств будущего специалиста. Таким образом, средствами курса «Физиология растений» необходимо решать не только задачи, связанные с формированием у студентов системы знаний о жизнедеятельности растений и связанные с ними умения, но и задачи воспитания и развития личности.
Физиология растений относится к основополагающим областям естествознания. Физиология растений – наука о процессах, протекающих в растительном организме. Объектом ее изучения является автотрофный организм, рассматриваемый на разных уровнях организации живого (рис.1). Физиология растений имеет большое как теоретическое, так и практическое значение. Для некоторых наук она является теоретической основой (практическое земледелие, экология, охрана природы, фармакология и др.), другие (ботаника, физика, химия) сами для нее являются базисом.
Учебное пособие по физиологии растений ставит целью научить студентов пониманию процессов жизнедеятельности растительного организма тесно связанного с окружающей средой, возможности регулирования этих процессов с целью повышения его продуктивности.
В пособии особое внимание уделяется влиянию экологических факторов среды: света, температуры, влажности и др., на протекание физиологических процессов у растений.
Поскольку физиология растений – экспериментальная наука, обучение базируется на тесной связи теории с практикой. Поэтому учебное пособие включает лабораторно-практические занятия, охватывающие основные разделы курса «Физиологии растений»: физиологию растительной клетки, водный обмен растений, фотосинтез, дыхание растений, минеральное питание, рост и развитие, устойчивость растений. Достаточное количество работ по всем разделам курса предоставляет широкие возможности их реализации при выполнении лабораторного практикума, а также учебной практики студентов.
В конце лабораторного практикума по каждой теме даны контрольные вопросы для зачетного (семинарского) занятия. Большой банк тестовых заданий позволит провести контрольные работы по каждому Рис. 1. Уровни организации живой материи изученному разделу курса и явиться хорошим тренингом для подготовки студентов к Интернет-экзамену, проводимым Росаккредагенством при проверке качества знаний.
Особое внимание в учебном пособии уделяется выполнению самостоятельной работы студентов. Обычно на выполнение самостоятельной работы отводится почти половина часов, определяемых ГОСом. В настоящее время структура учебного процесса изменяется в сторону расширения самостоятельной работы студентов и усиления контроля за ней. Учебное пособие по физиологии растений в разделе «Самостоятельная работа» содержит: словарь терминов по основным разделам курса, тесты, расчетные задания и задачи.
Достаточно интересными являются разделы «Физиология растений в схемах и таблицах» и «Ученые – физиологи растений», которые позволяют расширить теоретическую подготовку студентов.
Список литературы по физиологии растений, предложенный в конце пособия, содержит как теоретические источники, так и источники литературы по лабораторному практикуму.
При подготовке пособия с целью повышения эффективности учебного процессов использовались следующие методические подходы:
а) устранения дублирования материала других курсов; б) согласованность лекционного материала и лабораторно-практических занятий; в) усиления контроля за самостоятельной работой студентов.
В начале каждой главы дано вводное пояснение, что должен знать студент при изучении данного раздела курса «Физиологии растений».
При подготовке пособия были использованы также материалы спецкурсов и больших практикумов: «Дыхание растений», «Водный режим», «Рост и развитие», «Физиология растительной клетки», «Минеральное питание растений», «Физиология устойчивости растений».
Авторы надеются, что дополнительная информация и контролирующие элементы, предлагаемые в пособии, позволят более глубоко и основательно изучить курс физиологии растений студентами специальностей «Биоэкология» и «Биология». Кроме того, пособие по физиологии растений можно использовать при подготовке студентов сельскохозяйственных специальностей, изучающих курс физиологии растений.
Пособие может оказаться полезным при проведении научных исследований студентами, аспирантами и специалистами других областей науки. Кроме того, пособием могут воспользоваться учителя биологии и экологии, а также учащиеся старших классов общеобразовательных школ и лицеев.
1. ФИЗИОЛОГИЯ РАСТИТЕЛЬНОЙ КЛЕТКИ
Клетка – основа жизни, основная функциональная и структурная единица живой материи. Методы изучения клетки. Сравнение растительной и животной клеток.Клеточная оболочка, вакуоли, строение и функции. Цитоплазма, ее состав, физико-химические свойства. Строение клеточной стенки, ее химический состав и основные функции (защитная, опорная, транспортная, функции в морфогенезе и др.).
Мембранные системы клетки и мембранный принцип ее организации. Структура и функции биологических мембран, их роль в клетке.
Модели структурно-функциональной организации мембран. Жидкостно-мозаичная модель мембраны. Механизмы поступления веществ и воды в растительную клетку. Транспорт ионов через плазматическую мембрану. Пассивный перенос. Первичный и вторичный активный транспорт ионов. Движущие силы транспорта ионов и формы потребляемой энергии. Механизмы транспорта ионов через мембраны: АТФ азы, редокс-цепи, ионные каналы, портерные системы (симпорт, антипорт, унипорт).
Основные структурные элементы эукариотической клетки. Ядро, его организация и функционирование. Пластиды и митохондрии. Эндоплазматическая сеть, аппарат Гольджи, микротела (пероксисомы, глиоксисомы, лизосомы и др.), их строение и основные функции. Цитоскелет, особенности его строения в связи с биологическими функциями.
Взаимодействие органелл растительной клетки.
Для каждой клетки можно подобрать следующие растворы: 1) гипотонический, осмотическое давление которого меньше осмотического давления клеточного сока, например, вода; 2) изотонический, имеющий осмотическое давление равное осмотическому давлению клеточного сока; 3) гипертонический, осмотическое давление которого больше осмотического давления клеточного сока.
При погружении растительной ткани в гипертонический раствор происходит отсасывание воды из клеток в раствор до тех пор, пока не сравняются концентрации клеточного сока и наружного раствора.
плазмолиза очертания поверхности цитоплазмы меняются. Сначала цитоплазма плазмолиз), затем во многих местах с образованием вогнутых поверхностей (вогнутый плазмолиз) и, наконец, принимает Плазмолиз – это явление отхождения цитоплазмы от клеточной стенки под действием раствора большей концентрации, чем концентрация клеточного сока. Процесс исчезновения плазмолиза называется деплазмолизом. Наблюдается в том случае, если плазмолизированную клетку посместить в воду.
В качестве плазмолитиков, т.е. веществ, растворы которых вызывают плазмолиз, используют неядовитые вещества, плохо проникающие через цитоплазму в вакуоль. Например, растворы сахарозы и некоторых солей.
В наступлении различных форм плазмолиза играют большую роль силы сцепления пограничного слоя протоплазмы или ее вязкость. У молодых клеток, вязкость цитоплазмы которых очень велика, обычно наблюдаются все указанные стадии плазмолиза. У клеток же, вязкость цитоплазмы которых менее значительна, чем у молодых клеток, очень скоро наступает выпуклый плазмолиз. Однако описанные выше формы плазмолиза неустойчивы и время его наступления различно.
Цель работы: убедиться на опыте, что цитоплазма живой клетки эластична, полупроницаема и способна плазмолизироваться.
Ход работы: 1. Взять луковицу, клетки эпидермиса которой содержат антоциан. Сделать срез эпидермиса с выпуклой (наиболее окрашенной) поверхности чешуи лука и поместить его на предметное стекло в каплю воды, покрыть покровным стеклом и рассмотреть в микроскоп клетки.
2. Затем заменить воду на 1М раствор сахарозы. Для этого с одной стороны покровного стекла поместить каплю раствора сахарозы, а с противоположной стороны, не сдвигая препарата, начать отсасывать воду кусочком фильтровальной бумаги. Все время следить в микроскоп за тем, что происходит в клетках эпидермиса.
Обнаруживают постепенное отхождение протопласта от стенок клетки сначала в уголках (начальная форма плазмолиза). Уголковый плазмолиз переходит в вогнутый, а затем – в выпуклый. Однако после округления протопласты в отдельных частях могут быть связаны с клеточной оболочкой тонкими плазматическими нитями (судорожный плазмолиз).
3. Через 10-15 мин, когда плазмолиз будет хорошо заметен, ввести под покровное стекло каплю воды, отсасывая раствор сахарозы фильтровальной бумагой. В этом случае плазмолиз прекращается, и протопласт начинает снова заполнять весь объем клетки, т.е. наступает деплазмолиз. Деплазмолиз – явление, обратное плазмолизу.
4. Сделать рисунки клеток в воде.
Материалы и оборудование: 1) окрашенный лук (Allium cepa L.), в клетках которого содержится антоциан; 2) 1М раствор сахарозы; 3) дистиллированнаявода; 4) скальпель; 5) лезвие; 6) кусочки фильтровальной бумаги; 7) предметные и покровные стекла; 8) препаровальные иглы; 9) микроскоп.
участки цитоплазмы: плазмалемма, мезоплазма и тонопласт обладают разной стеРис.2. Колпачковый раствор КCNS на предметном стекле. Закрыть покровным стеклом и рассматривать сначала при малом, а затем при большом увеличении микроскопа. В ряде клеток обнаруживают колпачковый плазмолиз.
2. Это увеличение объема цитоплазмы обуславливается разжижающим действием катионов К+, которые относительно легко проходят через плазмалемму, хуже через мезоплазму, а тонопласт практически непроницаем для катионов К+. Таким образом, плазмолиз в клетках наступает вследствие слабой проницаемости тонопласта, а колпачки цитоплазмы образуются вследствие набухания ее от проникших через плазмалемму катионов К+ в мезоплазму. Катион калия обладает гидрофильностью.
3. Если провести параллельный опыт с нитратом кальция, то никогда нельзя получить колпачкового плазмолиза, так как ион Са 2+ не вызывает набухания протопласта. Двухвалентные катионы в отличие от одновалентных обладают противоположным действием, а именно снижают оводненность и увеличивают вязкость цитоплазмы.
Материалы и оборудование: 1) лук (Allium cepa L.), эпидермис которой содержит антоциан; 2) 1М раствор КCNS; 3) 1М раствор Са(NО3)2; 4) предметные и покровные стекла; 5) скальпель, бритва; 6) препаровальные иглы; 7) фильтровальная бумага; 8) микроскоп.
Под проницаемостью понимается совокупность физикохимических свойств, которыми определяется соотношение между процессами поступления в клетку веществ из внешней среды, их распределение между отдельными компонентами клетки, накопление этих веществ в клетке и выделение их клеткой во внешнюю среду. Проницаемость цитоплазматических мембран для большинства растворенных веществ очень мала (например, сахароза), но некоторые вещества, в том числе мочевина, проникают через мембраны довольно быстро.
При погружении растительных клеток в гипертонический раствор мочевины и сахарозы наблюдается плазмолиз вследствие отнятия воды от клеток. Однако при длительном пребывании в растворе мочевины молекулы ее проникают в клеточный сок, концентрация которого увеличивается, в результате чего вода вновь поступает в клетки. Происходит самопроизвольный деплазмолиз. В этом случае говорят о временном плазмолизе. Что же касается сахарозы, то при длительном пребывании в растворе сахарозы плазмолиз в клетках кожицы лука усиливается, так как цитоплазма непроницаема для этих молекул и наблюдается стойкий или постоянный плазмолиз.
Цель работы: убедиться на опыте, что цитоплазма клетки обладает избирательной проницаемостью или полупроницаемостью.
Ход работы: 1. Нанести на один конец предметного стекла каплю 1М раствора сахарозы, а на другой конец – каплю 1М раствора мочевины. В эти растворы поместить клетки кожицы лука, накрыть препараты покровными стеклами и сразу начать наблюдение в микроскоп.
2. Зарисовать клетки кожицы лука, находящиеся в растворах сахарозы и мочевины. Продолжать наблюдение еще в течение 15-20 минут.
3. Отметить, в каком из растворов плазмолиз сохранится, а в каком исчезнет.
Сделать вывод о влиянии молекул сахарозы и мочевины на проницаемость для них цитоплазмы.
Материалы и оборудование: 1) окрашенный лук (Allium cepa L.); 2) 1М раствор сахарозы в капельнице; 3) 1М раствор мочевины в капельнице; 4) лезвие; 5) скальпель; 6) пинцет; 7) препаровальная игла; 8) микроскоп; 9) предметные и покровные стекла; 10) фильтровальная бумага.
1.4. Получение искусственной «клеточки Траубе»
Свойством полупроницаемости, аналогично растительной мембране – плазмалемме, обладают и некоторые химические соединения. В частности, такое свойство имеет пленка железосинеродистой меди.
0,5%-го раствора сульфата меди и помещают в него кристаллик желтой кровяной соли, привязанной на нить к стеклянной палочке (рис. 3).
соли в растворе медного купороса быстро образуется полупроницаемая перепонка железо-синеродистой меди. РеакРис. 3. «Клеточка Траубе» ция идет по уравнению:
Перепонка проницаема для воды, но не проницаема для солей. Концентрация раствора медного купороса снаружи перепонки ниже, чем концентрация желтой кровяной соли внутри нее. Вследствии этого вода начинает поступать внутрь образовавшейся «клеточки». Это и будет искусственная «клеточка Траубе». Клеточка будет все время расти, увеличиваться в объеме, давать выросты. Рост «клеточки» будет продолжаться до тех пор, пока концентрация солей по обе стороны полупроницаемой перепонки не сравняется. Цвет раствора CuSO4 в стаканчике будет становиться все синее, так как вода из раствора переходит внутрь «клеточки».
Материалы и оборудование: 1) раствор 0,5%-го медного купороса CuSO4;
2) кристаллы желтой кровяной соли K4[Fe(CN)6]; 3) стакан на 50 мл; 4) стеклянная палочка; 5) нить.
есть в состоянии тургора, которое наблюдается при нормальном обеспечении клеток водой. Если же в клетках воды недостаточно, напряжение клеточных оболочек ослабевает и внешне это проявляется Рис. 4. Явление тургора: 1 – морковь, 2 – вода; 3 – расткани теряют напряженность, т.е. тургор.
Ход работы: 1. Берут морковь, тщательно промывают в воде и с помощью ножа начиная с кончика надрезают корнеплод на две половинки (рис. 4). Далее одну половинку моркови помещают в стакан с водой, а другую – в стакан с насыщенным раствором NaCl.
2. После 1-2-х дневного пребывания половинок в указанных растворах, вынимают морковь, а затем измеряют линейкой длину обеих половинок.
3. Половинка, находившаяся в растворе NaCl, будет вялая и значительно более короткая, чем та, которая находилась в воде – она удлиняется и становится очень упругой.
4. Зарисовать и сделать выводы.
Материалы и оборудование: 1) корнеплод моркови; 2) концентрированный раствор NaCl; 3) дистиллированная вода; 4) линейки; 5) два стакана на 200 мл;
6) нож (ланцет).
1.6. Влияние ионов калия и кальция на вязкость цитоплазмы Вязкость (или внутреннее трение) является одним из важнейших свойств цитоплазмы и характеризуется силой, необходимой для смещения одного слоя жидкости относительно другого. Она зависит от степени дисперсности и гидратации коллоидов, от содержания воды в клетке. Это свойство цитоплазмы тесно связано с обменом веществ: чем выше вязкость, тем обычно менее интенсивно идут обменные процессы. Высокая вязкость цитоплазмы способствует усилению устойчивости растений к действию на них высоких температур. Вязкость цитоплазмы неодинакова в клетках разного возраста, в клетках растений разных местообитаний.
Ионы минеральных солей способны проникать через плазмалемму в мезоплазму, вызывая изменения ее коллоидных свойств, в том числе вязкости. Ионы одно- и двухвалентных металлов оказывают различное влияние на цитоплазму.
О вязкости цитоплазмы можно судить по времени перехода вогнутой формы плазмолиза в выпуклую, чем быстрее осуществляется переход к выпуклой форме плазмолиза, тем вязкость цитоплазмы ниже.
Цель работы: установить влияние ионов калия и кальция на вязкость цитоплазмы по времени и форме плазмолиза.
Ход работы: 1. Нанести на предметное стекло каплю 1М раствора KNO3. Поместить в раствор кусочек эпидермиса лука с окрашенным клеточным соком и закрыть покровным стеклом. Рассмотреть препарат в микроскоп, отметить время наступления плазмолиза.
2. Нанести на предметное стекло каплю 0,7М раствора Ca(NO3)2.
Поместить в раствор кусочек эпидермиса лука с окрашенным клеточным соком и закрыть покровным стеклом. Рассмотреть препарат в микроскоп, отметить время наступления плазмолиза.
3. Проследить за сменой форм плазмолиза и определить длительность плазмолиза в каждой соли. Полученные результаты занести в таблицу 1.
Влияние ионов калия и кальция на форму и время плазмолиза Плазмоли- Время Время наступления плазмолиза, мин Время Ca(NO3) 4. Сделать рисунки клеток, находившихся в растворах испытуемой соли. Сформулировать выводы о влиянии растворов солей на вязкость цитоплазмы по времени и форме плазмолиза.
Материалы и оборудование: 1) окрашенный лук (Allium cepa L.), в клетках которого содержится антоциан; 2) 1М KNO3, 3) 0,7М Ca(NO3)2; 4) скальпель; 5) лезвие; 6) предметные и покровные стекла; 7) препаровальные иглы; 8) фильтровальная бумага; 9) микроскоп.
1.7. Определение вязкости протоплазмы методом крахмальных зерен, хлоропластов или других каких-либо включений клетки, методом центрифугирования, в основу которого положено уравнение Стокса, по которому скорость падения шарообразной частицы (при постоянном значении радиуса частицы и удельного веса частицы и жидкости) обратно пропорциональна вязкости жидкости. Мерой структурной вязкости протоплазмы может являться минимальная величина центробежного ускорения в единицах «g», при котором центрифугирование в течение 10-15 минут вызывает смещение хлоропластов у 50% клеток.
Центробежное ускорение (С) может быть определено из отношения центробежной силы к силе тяжести:
где N – число оборотов центрифуги в секунду;
r – радиус центрифуги;
g – ускорение силы тяжести (980 см/сек2).
Для сравнительных опытов определяют относительную вязкость.
Мерой относительной вязкости может быть:
а) число оборотов центрифуги, необходимое для одинакового смещения хлоропластов;
б) степень смещения хлоропластов при одинаковой продолжительности центрифугирования.
Цель работы: определить вязкость протоплазмы в клетках листа элодеи канадской методом центрифугирования по степени смещения хлоропластов.
Ход работы: 1. Взять лист водного растения элодеи канадской (Elodea canadensis Michx.) и поместить в каплю воды на предметное стекло, закрыть покровным стеклом и рассмотреть под микроскопом.
Наблюдают за расположением хлоропластов в клетках у основания листа и верхушечной части листа.
2. Взять несколько листиков элодеи, положить по одному в центрифужные пробирки, наполненные до краев водопроводной водой. Пробирки уравновесить, вставить в центрифугу и центрифугировать в течение 10 минут при 3000 об/мин.
3. После этого листья элодеи рассмотреть под микроскопом. Под микроскопом видно смещение хлоропластов в клетках в ту сторону, в которую действует центробежная сила. Обнаруживают большее смещение в старых верхушечных клетках листа, в которых вязкость протоплазмы наименьшая. В молодых клетках у основания, смещение происходит медленно, и оно не так ясно выражено вследствие того, что протоплазма в этих клетках обладает большой вязкостью.
4. Затем листья снова положить в центрифужные пробирки с водой с добавлением небольшого количества эфира, листья снова центрифугируют в течение 10 минут при 3000 об/мин, после чего их рассматривают под микроскопом и наблюдают степень смещения хлоропластов в клетках у основания и верхушечной части листа.
5. Зарисовать и сделать выводы.
Материалы и оборудование: 1) листья элодеи канадской (Elodea canadensis Michx.); 2) предметные и покровные стекла; 3) препаровальные иглы; 4) фильтровальная бумага; 5) центрифужные пробирки; 6) центрифуга; 7) микроскоп.
1.8. Прижизненное окрашивание клеток нейтральным красным Цитоплазма обладает сложной прижизненной структурой, с которой связаны ее свойства и функции. Важнейшее из этих свойств – избирательная проницаемость.
Живая цитоплазма не удерживает в себе витальные красители, которые через нее свободно проходят в вакуоль и окрашивают клеточный сок. Наблюдается явление «сквозной» проницаемости. Отмирание цитоплазмы при этом не происходит, в этом можно убедиться, вызвав плазмолиз окрашенных клеток.
После гибели клетки, красители задерживаются в цитоплазме в результате изменений нативной структуры белков. При использовании красителя нейтрального красного цитоплазма окрашивается в желтый цвет, очень интенсивно окрашиваются ядра.
Нейтральный красный – двухцветный индикатор: в кислой среде он имеет малиновую окраску, а в щелочной – желтую.
Цель работы: установить, что растворенные в воде вещества, проходя через цитоплазму, могут поступать в вакуоль и накапливаться в ней.
Ход работы: 1. Срез эпидермиса чешуи лука (Allium cepa L.), поместить в раствор нейтрального красного на 10 мин. Затем перенести срез на предметное стекло в каплю воды, накрыть покровным стеклом и рассмотреть в микроскоп сначала при малом, а затем при большом увеличении.
2. Заменить воду на 1М раствор KNO3 и рассмотреть в микроскоп, найти плазмолизированные клетки.
3. Чтобы проследить за изменениями в мертвой клетке, применяют сильный яд – аммиак. Для этого под покровным стеклом 1М раствор KNO3 заменяют каплей 10%-го раствора аммиака. Окраска среза становится желтой, так как в присутствии аммиака кислая реакция клеточного сока изменилась на щелочную.
4. Зарисовать живые клетки, накопившие краситель в вакуолях;
плазмолизированные клетки в 1М растворе KNO3; клетки, находившиеся в 10%-ом растворе аммиака. Сделать выводы о проницаемости цитоплазмы для нейтрального красного и о реакции (рН) содержимого исследованных клеток.
Материалы и оборудование: 1) неокрашенный лук (Allium cepa L.); 2) 0,02%-ый водный раствор нейтрального красного в капельнице; 3) 1М раствор KNO3 в капельнице; 4) 10%-ый раствор NH4OH; 5) вода в капельнице; 6) предметные и покровные стекла; 7) фильтровальная бумага; 8) лезвие; 9) пинцет; 10) скальпель; 11) микроскоп.
1.9. Диагностика повреждения растительной ткани по Избирательная проницаемость – свойство живой цитоплазмы сохранять постоянство внутриклеточной среды. При повреждении клетки цитоплазма теряет это свойство, и вещества из клеточного сока выходят в наружный раствор. Степень повреждения коррелирует с количеством выделяющихся в водную среду веществ. Таким образом, интенсивность выхода веществ из клетки служит критерием ее повреждения.
Цель работы: убедиться, что избирательная проницаемость характерна только для живой клетки, а в поврежденной клетке цитоплазма становится проницаемой, т.е. свободно пропускает клеточный сок.
Ход работы: 1. Из очищенного корнеплода красной столовой свеклы (Beta vulgaris L.) вырезать брусочки мякоти диаметром 0,6-0,8 см, высотой 4 см. Брусочки тщательно промыть водопроводной водой.
2. Поместить по одному брусочку в 5 пробирок, содержащих по мл различных растворов: кипяченая и некипяченая вода, хлороформ, уксусная кислота, спирт (табл. 2).
3. Вариант опыта с кипячением выполняют следующим образом. В пробирку с водой кладут брусочек и доводят до кипения, кипятят на спиртовке. Затем брусочек вынимают, охлаждают и опускают в пробирку, содержащую 5 мл холодной водопроводной воды.
4. Через 30 мин после начала опыта все пробирки встряхнуть, бруски свеклы извлечь и сравнить количество вышедшего из клеток пигмента в разных вариантах опыта.
5. При помощи фотоэлектроколориметра (ФЭК) при длине волны 430-450 нм определить коэффициент экстинкции. В качестве контроля берут воду.
6. Результаты опыта записывают в таблицу 2. Делают выводы о степени повреждения цитоплазмы.
Влияние различных факторов на степень повреждения мембран Условия Интенсивность окраски раствора (коэффициент экстинкции) Степень повреждения мембран в % от максимума Материалы и оборудование: 1) корнеплод столовой свеклы (Beta vulgaris L.); 2) хлороформ; 3) 30%-й раствор уксусной кислоты; 4) 50%-й С2Н5ОН; 5) штативы с пробирками; 6) скальпель; 7) линейки; 8) пипетки на 10 мл; 9) ФЭК.
1.10. Определение потенциального осмотического давления Под осмотическим давлением понимается сила равная той, которую необходимо приложить, чтобы помешать проникновению частиц чистого растворителя (вода) в раствор (раствор сахарозы), разграниченные между собой полупроницаемой мембраной. Осмотическое давление, развиваемое водным раствором какого-либо вещества, отделенным от чтобы получить представления о величине осмотического потенциала какоголибо раствора, необходимо определить основывается на присущем цитоплазме свойстве полупроницаемости.
Метод основан на подборе такой концентрации наружного раствора, которая вызывает начальный плазмолиз. Осмотическое давление такого наружного раствора примерно равно осмотическому давлению клеточного сока. Раствор с осмотическим давлением, равным осмотическому давлению клеточного сока, называется изотоническим.
Цель работы: определить величину осмотического давления клеточного сока в клетках эпидермиса лука методом плазмолиза.
Ход работы: 1.) В химических стаканчиках приготовить по 10 мл 0,5М; 0,4М; 0,3М; 0,2М; 0,1М растворов сахарозы путем разбавления 1М раствора сахарозы дистиллированной водой. Растворы тщательно перемешать. В один стакан налить 10 мл воды. Стаканчики закрыть крышками, чтобы предотвратить испарение, и поставить в ряд по убывающей концентрации растворов.
2. Лезвием безопасной бритвы сделать тонкие срезы с выпуклой поверхности чешуи лука размером примерно 25 мм 2 из среднего, хорошо окрашенного участка чешуи лука.
3. В каждый стаканчик, начиная с высокой концентрации, с интервалом в 3 мин опустить по 2-3 среза.
4. Через 30 мин после погружения срезов в первый стаканчик рассмотреть их в микроскоп. Затем, через каждые 3 мин, рассмотривать срезы из последующих стаканчиков. Этим достигается одинаковая продолжительность пребывания срезов в растворах плазмолитиков. Рассматривать срезы следует в капле раствора из того стаканчика, откуда был взят срез.
5. Определяют степень плазмолиза клетки в каждом растворе и находят изотоническую концентрацию как среднее арифметическое между концентрацией, при которой плазмолиз только начинается, и той, которая уже не вызывает плазмолиза.
6. Результаты опыта записать в таблицу 3, сделать выводы.
Величину потенциального осмотического давления (кПа) рассчитывают по формуле:
где 101,3 – множитель для перевода атмосфер в килопаскали;
R – газовая постоянная (0,0821 л атм/град моль);
Т – абсолютная температура (273К + комнатная);
с – изотоническая концентрация в молях;
i – изотонический коэффициент Вант-Гоффа.
Осмотическое давление клеточного сока растений Материалы и оборудование: 1) окрашенный лук (Allium cepa L.); 2) 1М раствор сахарозы; 3) химические стаканчики на 50 мл; 4) скальпель; 5) лезвие; 6) препаровальные иглы; 7) градуированные пипетки на 10 мл; 8) предметные и покровные стекла; 9) фильтровальная бумага; 10) микроскоп.
1.11. Определение сосущей силы клеток по изменению концентрации растворов методом струек (по В.С. Шардакову) Сила, с которой клетка способна насасывать воду, называется сосущей силой клетки. Сосущая сила растительной клетки равна разности между осмотическим давлением клеточного сока и тургорным давлением. При погружении клетки в какой-либо раствор водообмен между ними определяется соотношением их сосущих сил: вода передвигается в ту сторону, где больше сосущая сила.
Для определения сосущей силы клеток кусочки ткани погружают в ряд растворов известной концентрации и подбирают такой раствор, сосущая сила которого равна сосущей силе клеток. Наиболее точные методы определения сосущей силы клеток основаны на измерении концентрации окружающих клетки растворов. Если погрузить растительную ткань в раствор, сосущая сила которого больше сосущей силы клеток, то раствор будет отсасывать воду из клеток, вследствие чего его концентрация уменьшится. Наоборот, если сосущая сила клеток больше сосущей силы раствора, то клетки всасывают воду из раствора, который становится при этом более концентрированным. При равенстве сосущих сил клеток и раствора не происходит ни всасывания, ни отнятия воды, в результате чего концентрация раствора остается без изменения.
Изменение концентрации можно установить путем определения показателя плотности растворов (метод струек).
Цель работы: определить величину сосущей силы клеток листьев растений.
Ход работы: 1. Пробирки расставить в штативе в 2 ряда: 5 – внизу и 5 – вверху. В верхних пробирках приготовить по 10 мл 0,5М, 0,4М, 0,3М, 0,2М и 0,1М раствора сахарозы. Данные концентрации готовятся путем разбавления 1М раствора сахарозы дистиллированной водой. В пробирки нижнего ряда перенести по 0,5 мл раствора из верхних пробирок. Все пробирки закрыть пробками.
2. Из листа растения вырезать сверлом 10 дисков. Для этого лист нижней стороной повернуть вверх, подложить под него резиновую пластинку и между крупными жилками выбить диски. Опустить по 2 диска в каждую пробирку нижнего ряда на 40 минут. Через каждые 10 минут встряхивать пробирки с дисками.
3. Затем стеклянной палочкой вывести диски на стенки пробирок.
Подкрасить опытные растворы в пробирках нижнего ряда метиленовым синим, взятым в небольшом количестве. Встряхнуть пробирки, добиваясь равномерной окраски раствора.
4. В пипетку на 0,5 мл набрать подкрашенный опытный раствор нижнего ряда. Конец пипетки опустить в соответствующий исходный раствор в пробирке верхнего ряда так, чтобы уровень жидкости в пипетке превышал уровень раствора в пробирке. Медленно выпустить жидкость из пипетки в исходный раствор, отметить направление движения струйки.
Если концентрация и, следовательно, удельный вес окрашенного раствора, увеличились по сравнению с исходным, то струйка пойдет вниз, если концентрация уменьшилась – струйка пойдет вверх. При равенстве концентраций струйка равномерно распределится внутри пробирки с исходным раствором.
5. Величину сосущей силы, которая соответствует неизменившейся концентрации раствора, рассчитывают по формуле: S=P-T; Т=0;
S=P=i R c T.
6. Результаты записать в таблицу 4 и сделать выводы.
Материалы и оборудование: 1) листья растений; 2) 1М раствор сахарозы; 3) раствор метиленовой сини; 4) пипетки на 0,5 и 10 мл; 5) сверло диаметром 0, см; 6) пинцет; 7) часы; 8) штатив с пробирками; 9) пробки для пробирок; 10) стеклянные палочки.
1.12. Определение сосущей силы растительной ткани Сосущая сила выражает способность растительной ткани поглощать воду в каждый конкретный момент времени. Величина ее быстро меняется и зависит от осмотического и тургорного давления клеточного сока. Определяют сосущую силу для того, чтобы знать, в каких условиях водоснабжения находится растение. С помощью этого показателя правильно выбирают время полива.
Настоящий метод основан на подборе наружного раствора такой концентрации, при погружении в который полоска растительной ткани не меняет длины. Если осмотическое давление наружного раствора больше сосущей силы, то раствор отнимает воду от клеток, объем их и длина полоски уменьшаются. Если осмотическое давление раствора меньше сосущей силы ткани, то клетка поглощает воду из раствора, увеличивается в объеме и длина полоски становится больше. В растворе, где осмотическое давление равно сосущей силе ткани, длина полоски не изменяется.
Цель работы: определить величину сосущей силы клеток клубня картофеля.
Ход работы: 1. Приготовить в пяти пробирках по 10 мл: 0,5; 0,4;
0,3; 0,2; 0,1 М растворов сахарозы, в шестую пробирку приливают 10 мл дистиллированной воды.
2. Из клубня картофеля (Solanum tuberosum L.) вырезать 12 брусочков длиной 4-6 см и сечением около 4 мм2. Концы брусочков срезать наискось. Работать следует быстро, чтобы исключить подсыхание полосок.
Миллиметровой линейкой точно измерить длину брусочков и поместить их по два в каждую пробирку.
3. Через 20 мин брусочки вынуть, обсушить фильтровальной бумагой и снова измерить длину.
4. Для расчета величины сосущей силы берут концентрацию, при которой длина полосок не изменилась. Вычисляют сосущую силу по формуле: S=P-T; Т=0; S=P=i R c T.
Результаты заносят в таблицу 5.
Материалы и оборудование: 1) клубень картофеля (Solanum tuberosum L.);
2) 1 М раствор сахарозы; 3) пипетки на 10 мл; 4) пинцет; 5) скальпель; 6) препаровальные иглы; 7) часы; 8) миллиметровая линейка; 9) штатив с пробирками;
10) фильтровальная бумага.
1. Отличительные особенности растительной клетки от животной клетки.
2. Строение клеточной стенки.
3. Строение биологической мембраны. Модели мембран.
4. Избирательная проницаемость цитоплазмы.
5. Вакуоль, тонопласт и их роль в избирательной проницаемости клетки.
6. Плазмолиз. Формы и время плазмолиза. Деплазмолиз. Способны ли плазмолизироваться мертвые клетки?
7. Понятие вязкости цитоплазмы. Методы определения вязкости.
8. Осмотические свойства клетки. Понятие об осмосе, осмотическом давлении, тургоре и сосущей силе. Методы определения сосущей силы.
9. Графическая взаимосвязь осмотического, тургорного давления и сосущей силы.
2. ВОДНЫЙ ОБМЕН РАСТЕНИЙ
Значение воды в жизнедеятельности растений. Растения и круговорот воды на Земле. Молекулярная структура и физические свойства воды. Взаимодействие молекул воды и биополимеров, гидратация. Свободная и связанная вода. Физиологическое значение различных фракций воды в растении. Растительная клетка как осмотическая система.Основные закономерности поглощения воды клеткой. Набухание биоколлоидов, осмос – явление, лежащие в основе поступления воды в растение. Термодинамические показатели, определяющие поведение воды: активность воды, химический потенциал, водный потенциал.
Механизм передвижения воды по растению. Пути ближнего и дальнего транспорта. Движущие силы восходящего тока воды в растении.
Верхний и нижний концевые двигатели. Корневое давление, механизм его развития и значение в жизни растений. Натяжение воды в сосудах;
значение сил молекулярного сцепления.
Выделение воды растением:плач, гуттация, транспирация. Физиологическое значение этих процессов. Количественные показатели транспирации: интенсивность, продуктивность, транспирационный коэффициент. Устьичная и кутикулярная транспирация. Строение устьиц и механизмы их движений, влияние света. Устьичное и внеустьичное регулирование транспирации. Влияние внешних факторов (света, температуры, влажности воздуха и почвы и др.) на интенсивность транспирации. Суточный ход транспирации. Значение транспирации.
Экология водообмена растений. Особенности водообмена у растений разных экологических групп (ксерофитов, мезофитов, гигрофитов, галофитов) и пути адаптации растений к водному дефициту.
Засухоустойчивость растений. Формы воды в почве. Доступная и недоступная вода. Влажность, завядание. Атмосферная и почвенная засуха. Водный дефицит. Влияние недостатка воды на фотосинтез, дыхание и рост растений.
Устойчивость растений к обезвоживанию. Понятие засухоустойчивости и жаростойкости. Борьба с засухой и повышения засухоустойчивости. Физиология поливного растения.
2.1. Наблюдение за движением устьиц под микроскопом Газообмен между межклетниками листа и атмосферой регулируется устьицами. Устьице состоит из двух специализированных клеток эпидермиса, называемых замыкающими, между которыми находится устьичная щель (рис. 6). В отличие от клеток эпидермиса замыкающие клетки устьичного аппарата имеют бобовидную форму, содержат хлоропласты.
Устьица регулируют газо- и водообмен в растении благодаря тому, что обладают способностью периодически открываться и закрываться.
А – открытое устьице; Б – закрытое устьице. 1 – устьичная щель;
2 – ядро; 3 – хлоропласты; 4 – толстая клеточная оболочка Цель работы: изучить строение устьиц и пронаблюдать за их движением.
Ход работы: Изучение строения устьиц. С нижней стороны листа традесканции виргинской (Tradescantia virginiana L.) снять эпидермис, поместить его на предметное стекло в каплю воды и накрыть покровным стеклом. При малом и большом увеличении микроскопа рассмотреть строение устьиц. Замыкающие клетки устьица имеют бобовидную форму и содержат цитоплазму, ядро с ядрышком, хлоропласты, небольшие вакуоли. Оболочки замыкающих клеток утолщены неравномерно: оболочка внутренней стороны, обращенная к щели, толще, чем противоположная.
Наблюдение за открыванием и закрыванием устьиц. 1. Приготовить срез эпидермиса с нижней стороны листа традесканции виргинской, поместить его в каплю 5%-го раствора глицерина на предметное стекло, накрыть покровным стеклом и сразу начать наблюдения плазмолиза под микроскопом, как в замыкающих клетках, так и в остальных клетках эпидермиса. Устьичные щели при этом закрываются.
2. Заменить глицерин водой, для этого нанести рядом с покровным стеклом каплю воды, а с другой стороны покровного стекла оттянуть глицерин фильтровальной бумагой. При этом устьица открываются.
3. Зарисовать открытое и закрытое устьице и объяснить причины устьичных движений.
Материалы и оборудование: 1) листья традесканции виргинской (Tradescantia virginiana L.); 2) 5%-й раствор глицерина в капельнице; 3) лезвие; 4) препаровальные иглы; 5) предметные и покровные стекла; 6) стакан с водой; 7) фильтровальная бумага; 8) микроскоп.
2.2. Определение интенсивности транспирации Транспирация – процесс испарения воды наземными частями растений. Интенсивность транспирации – это количество воды, испарившейся в единицу времени единицей листовой поверхности (г. Н2О /м2час). Основные движущие силы водного потока от почвы через растение в атмосферу показаны на рисунке 7.
Цель работы: установить зависимость интенсивности транспирации от условий освещения, влажности и температуры, а также установить способность растений регулировать транспирацию.
Ход работы: 1. С растения пеларгонии зональной (Pelargonia zonale L.) срезать лист с черешком. Нижний конец черешка подрезать наискось под водой примерно на 1 см для восстановления водных нитей в проводящих сосудах. Черешок плотно укрепить ватой в отверстии пробки.
2. Вставить пробку с листом в прибор Веска, наполненный водой комнатной температуры так, чтобы черешок листа был погружен в воду.
В качестве прибора Веска можно использовать пробирки с загнутыми краями. Пробирка подвешивается при помощи нити к рычагам весов.
3. Готовят 4 прибора Веска, взвешивают их на технических весах.
Один прибор помещают в темное место, другой – на прямой свет, третий – во влажную камеру, четвертый – под струю ветра. Ветер создается за счет работы вентилятора. Влажную камеру готовят следующим образом: чашку Петри с теплой водой ставят под стеклянный колпак, за счет чего под колпаком создается высокая влажность.
4. Через час проводят повторное взвешивание. По разнице с первоначальной массой устанавливают количество воды, испарившейся за время опыта.
Для выполнения расчетов, необходимо вычислить площадь листа.
Для этого вырезать из бумаги квадрат размером (10 10 см) (с) и взвесить (а). На другой вырезанный квадрат из такой же бумаги наложить опытный лист растения, обвести его контур, вырезать по контуру (S) и взвесить (в). Составить пропорцию и рассчитать площадь листа.
Рис 7. Основные движущие силы водного потока от почвы через растение в атмосферу (Taiz, Zeiger, 1998; Медведев, 2004) где S – площадь листа, см2;
с – площадь квадрата (100 см2);
а – масса квадрата, г;
b – масса бумаги, вырезанный по контуру, г.
Интенсивность транспирации I (г. Н2О /м2час) вычисляют по формуле:
где n – количество воды, испарившейся за время опыта, г;
S – площадь листьев, см2;
t – продолжительность опыта, мин;
60 – коэффициент перевода минут в часы;
10000 – коэффициент перевода см2 в м2.
Результаты занести в таблицу 6. Сделать выводы о зависимости интенсивности транспирации от внешних условий.
Влияние различной освещенности на интенсивность 1) Свет 2) Ветер 3) Повышенная влажность воздуха 4) Температура Материалы и оборудование. 1) листья пеларгонии зональной (Pelargonia zonale L.); 2) технические весы; 3) часы; 4) приборы Веска; 5) чашки Петри; 6) ножницы;7) бумага 10x10; 8) линейки; 9) вата.
2.3. Сравнение транспирации верхней и нижней сторон листа Метод кобальтовой пробы основан на изменении цвета фильтровальной бумаги, пропитанной хлоридом кобальта, при поглощении ею паров воды, испаряемых поверхностью листа. По времени, необходимому для перехода окраски кобальтовой бумаги из голубой (цвет сухого СоСl2) в розовую (цвет СоСl2 6Н2О), судят об интенсивности транспирации растений.
Цель работы: установить различную интенсивность транспирации верхней и нижней сторон листа.
Ход работы: 1. Хлоркобальтовые бумажки взвешивают на весах и на целлюлозной подложке прикладывают к верхней и нижней сторонам листа растения, укрепляют подложку канцелярской скрепкой.
2. Наблюдают, через сколько минут порозовеет бумажка на верхней и нижней сторонах листа.
3. По скорости порозовения бумажки определяют, с какой стороны листа транспирация идет быстрее.
4. По окончании опыта исследуют под микроскопом эпидермис верхней и нижней сторон листа и подсчитывают количество устьиц в поле зрения. Для этого просматривают по три-пять полей зрения на трех препаратах каждого варианта и вычисляют среднее.
5. Делают выводы о причинах различной интенсивности транспирации сторон листа данного растения и о соотношении между устьичной и кутикулярной транспирацией.
6. Результаты опыта записывают в таблицу 7.
Транспирация верхней и нижней сторон листа Материалы и оборудование: 1) растения пеларгонии зональной (Pelargonia zonale L.), традесканции виргинской (Tradescantia virginiana L.); 2) хлоркобальтовая бумага на целлюлозной подложке; 3) канцелярские скрепки; 4) часы; 5) стекла предметные и покровные; 6) пинцеты; 7) капельницы с водой; 8) лезвия;
9) препаровальные иглы; 10) микроскопы.
2.4. Определение разных фракций воды методом При погружении живой ткани в крепкий раствор сахарозы часть воды из ткани переходит в раствор, уменьшая его концентрацию.
Зная исходный объем раствора, начальную и конечную концентрацию его, определяют количество воды, отнятой раствором из ткани. По разнице содержания общей воды и воды, перешедшей в раствор (свободная вода), рассчитывают содержание связанной воды. Концентрацию сахарозы в растворе определяют на рефрактометре.
раствора по предельному углу преломления или полного внутреннего отражения луча. Прибор состоит из следующих частей: корпуса, основания, камеры, состоящей из двух призм.
в него 10 высечек. Диски из листьев высекают сверлом (диаметр 6-10 мм), не захватывая крупных жилок. Бюкс с высечками взвешивают и сушат в термостате при температуре 105°С до постоянного веса.
2. Берут две пробирки с пробками, нумеруют, взвешивают по отдельности на весах. Массу пробирок записывают в тетради. Затем в пробирки наливают по 2 мл 30%-го раствора сахарозы и взвешивают.
После чего в них помещают по 10 высечек из листьев растений и снова взвешивают. Пробирки ставят в штатив на 1 час, время от времени встряхивают.
3. При помощи рефрактометра определяют показатель преломления приготовленного раствора сахарозы и точно устанавливают концентрацию раствора.
4. Через 1 час из каждой пробирки берут раствор и определяют его концентрацию на рефрактометре.
Рассчитывают количество общей, свободной и связанной воды:
а) содержание количества общей воды (% на г сырой массы):
где а – масса пустого бюкса, г;
б – масса бюкса с сырой навеской, г;
в – масса бюкса с сухой навеской, г;
б) содержание количества свободной воды (% на г сырой массы):
где А – процент сахарозы в исходном растворе (до опыта);
Б – процент сахарозы в опытном растворе (после опыта);
В – масса пустой пробирки, г;
Г – масса пробирки с раствором, г;
Д – масса пробирки с раствором и навеской, г;
в) содержание количества связанной воды определяется как разница между количеством общей (Коб) и свободной (Ксв) воды (% на г сырой массы):
Материалы и оборудование: 1) листья растений; 2) 30%-й раствор сахарозы; 3) пробирки с пробками (2 шт.); 4) бюксы; 5) сверло; 6); пипетка на мл; 7) универсальный рефрактометр; 8) термостат; 9) весы с разновесами.
1. Структура воды. Теории Самойлова, Франка и Вена.
2. Фракционный состав воды и методы его определения.
3. Понятие о работе нижнего концевого двигателя, корневое давление.
4. Теория сцепления и натяжения водных нитей (теория Е.Ф. Вотчала).
5. Понятие о работе верхнего концевого двигателя (транспирация).
6. Кутикулярная и устьичная транспирация. Механизмы работы устьиц. Методы наблюдения за движением устьиц. Суточный ход транспирации.
7. Интенсивность транспирации и методы ее определения.
Развитие учения о фотосинтезе. Историческое значение работ К.А.
Тимирязева. Вклад отечественных и зарубежных ученых в изучение процесса фотосинтеза.
Сущность и значение фотосинтеза. Общее уравнение фотосинтеза.
Фотосинтез как процесс трансформации энергии света в энергию химических связей. Эволюция биосферы и фотосинтез, газовая функция биосферы. Круговорот кислорода в биосфере.
Структурная организация фотосинтетического аппарата и его эволюция. Строение листа как органа фотосинтеза. Хлоропласты. Основные элементы структуры хлоропластов (двойная мембрана, матрикс, тилакоиды, ламеллы, граны). Происхождение хлоропластов.
Пигментные системы фотосинтезирующих организмов. Хлорофиллы: химические и оптические свойства. Отдельные представители группы хлорофиллов. Распространение хлорофиллов среди различных групп организмов. Функции хлорофиллов. Основные этапы биосинтеза молекулы хлорофилла.
Каротиноиды: химическое строение, свойства, спектры поглощения, функции в фотосинтезе, народно-хозяйственное значение.
Фикобилины: распространение, химическое строение, спектральные свойства. Роль в фотосинтезе.
Биосинтез пигментов и его зависимость от экологических факторов:
интенсивности и качества света, снабжения СО2, О2 и минеральными элементами. Явление хроматической адаптации. Экологическое значение спектрально-различных форм пигментов у фотосинтезирующих организмов.
Первичные процессы фотосинтеза. Электронно-возбужденные состояния пигментов (синглетное, триплетное). Типы дезактивации возбужденных состояний. Флуоресценция. Механизмы миграции энергии.
Представление о фотосинтетической единице. Антенные комплексы. Реакционные центры, модели их структурной организации. Преобразование энергии в реакционном центре. Окислительновосстановительные превращения хлорофилла реакционного центра.
Электрон-транспортная цепь фотосинтеза, природа ее основных компонентов. Представление о совместном функционировании двух фотосистем. Эффект Эмерсона. Системы фотоокисления воды и выделения кислорода при фотосинтезе. Участие хинонов, цитохромов, Cu- и Fe-протеидов в реакциях транспорта электронов. Циклический и нециклический транспорт электронов.
Фотофосфорилирование. Характеристика основных типов фотофосфорилирования – циклического, нециклического, псевдоциклического. Механизм сопряжения электронного транспорта и образования АТФ.
Темновая стадия фотосинтеза. Связь фотосинтетической ассимиляции СО2 с фотохимическими реакциями. Природа первичного акцептора углекислоты. Химизм реакций цикла М. Кальвина, его ключевые ферменты. Первичные продукты фотосинтеза, их превращения. Регенерация акцепторов СО2. Первичный синтез углеводов. Фотодыхание.
Цикл Хетча-Слэка-Карпилова. Особенности С3- и С4- растений и САМтип метаболизма.
Экология фотосинтеза. Зависимость фотосинтеза от внешних условий и состояния организма. Влияние на фотосинтез температуры, освещения, содержания углекислоты, условий минерального питания, водоснабжения. Суточный ход фотосинтеза. Продукты фотосинтеза.
3.1. Химические свойства пигментов листа Важнейшими компонентами фотосинтетического аппарата растений являются пигменты. Пигменты делятся на два класса: тетрапиррольные соединения (хлорофиллы и фикобилины) и полиизопреноидные (каротиноиды). Фикобилины – это пигменты водорослей. У высших растений обнаружены хлорофилл «а», хлорофилл «b» и каротиноиды. Основным функциональным пигментом является хлорофилл «a», который обнаружен у всех фотосинтезирующих организмов (кроме бактерий). Он служит непосредственным донором энергии для фотосинтетических реакций. Остальные пигменты, лишь передают поглощенную энергию хлорофиллу «а».
По химической природе хлорофиллы «a» и «b» – сложные эфиры дикарбоновой кислоты хлорофиллина и двух спиртов – метилового спирта и фитола (рис. 8). Хлорофилл «b» отличается от хлорофилла «a»
лишь тем, что у третьего углеродного атома во втором пиррольном кольце его молекулы метильная группа (-СН3) заменена на альдегидную (-СНО).
Функции хлорофилла: 1) поглощает энергию солнечного света; 2) запасает энергию кванта света в виде энергии электронного возбуждения молекулы; 3) преобразует энергию электронного возбуждения в химическую энергию первичного окислителя и восстановителя.
Рис. 8. Структурная формула хлорофилла «а»
К каротиноидам относятся каротины и ксантофиллы (рис. 9). Каротины – непредельные углеводороды с эмпирической формулой С40Н56. По своей химической структуре они являются ациклическими, моноциклическими и бициклическими соединениями.
При этом в циклических каротинах шестичленные кольца представлены двумя типами:
-иононовыми и -иононовыми.
В фотосинтезирующих организмах эта группа желтых пигментов представлена ликопином, -каротином, -каротином и -каротином. У высших растений основным каротином является -каротин.
Ксантофиллы – кислородсодержащие производные каротинов, включающие в себя лютеин (С40Н56О2), зеаксантин (C40Н56O4), виолаксантин (С40Н56О4), неоксантин (C40H5604) (рис. 9). Среди названных ксантофиллов преобладает лютеин, который по химической структype очень близок к -каротину, но в отличие от него является двухатомным спиртом, т.е. в каждом иононовом кольце, один атом водорода замещен на гидроксильную группу.
Рис. 9. Структурные формулы каротиноидов и последовательность Функции каротиноидов: 1) являются дополнительными пигментами;
2) защищают молекулы хлорофилла от фотоокисления; 3) играют роль в кислородном обмене при фотосинтезе.
Цель работы: познакомиться с химическими свойствами пигментов листа.
Получение спиртового раствора пигментов. Пигменты из растительной ткани извлекают полярными растворителями (этиловый спирт, ацетон), которые разрушают связь хлорофиллов и ксантофиллов с липопротеидами пластид и обеспечивают их полное экстрагирование.
Неполярные растворители (петролейный эфир, гексан, бензин и др.) не нарушают связи этих пигментов с белками. Для получения вытяжки пигментов используют как сырой, так и сухой растительный материал.
Высушенные листья предварительно обрабатывают горячей водой, чтобы облегчить последующее извлечение пигментов.
Свежие листья растений (1 г) мелко измельчить ножницами, поместить в ступку и растереть с небольшим количеством СаСО3. Постепенно в ступку приливать 2-3 мл этилового спирта и тщательно растереть навеску до получения однородной массы. Затем прилить еще 5-8 мл спирта, содержимое перемешать. Носик ступки снизу смазать вазелином и по стеклянной палочке содержимое ступки перенести на бумажный фильтр. Полученный фильтрат поместить в пробирку. Спиртовая вытяжка содержит сумму зеленых и желтых пигментов.
различной растворимости пигментов в спирте и бензине. Эти растворители при сливании не смешиваются, а образуют две фазы верхнюю бензиновую и нижнюю спиртовую, благодаря чему и разделяются компоненты смеси пигментов.
Ход работы: 1. В пробирку налить 2-3 мл спиртового экстракта пигментов и добавить 3-4 мл бензина. Содержимое пробирки сильно встряхнуть, предварительно закрыв ее пробкой или большим пальцем, и оставить отстояться. Для лучшего разделения добавить 1-2 капли воды.
2. По мере расслоения эмульсии верхний бензиновый слой будет окрашиваться в зеленый цвет, из-за лучшей растворимости в нем хлорофиллов. Кроме того, в бензин переходит каротин, но его окраска маскируется хлорофиллом. Ксантофилл остается в нижнем спиртовом слое, придавая ему золотисто-желтую окраску.
3. Если пигменты разделятся недостаточно четко, добавить 1-2 капли воды и снова встряхнуть. При избытке воды возможно помутнение нижнего слоя, тогда следует прилить немного этилового спирта и взболтать содержимое пробирки.
4. Зарисовать распределение пигментов в спирте и бензине, сделать выводы о различной их растворимости.
О м ы л е н и е х л о р о ф и л л а щ е л о ч ь ю. П р и о б р а ботке хлорофилла щелочью происходит омыление эфирных групп, т.е. отщепление остатков метилового спирта и фитола:
Образуется натриевая соль хлорофиллиновой кислоты, сохраняющая зеленую окраску и оптические свойства хлорофилла, но отличающаяся большей гидрофильностью, по сравнению с неизмененным пигментом.
Ход работы: 1. В пробирку с 2-З мл спиртового раствора пигментов прилить 1 мл 20%-го раствора NaOH и взболтать. После смешивания экстракта со щелочью пробирку поместить в кипящую водяную баню, довести до кипения и охладить.
2. К охлажденному раствору прилить равный объем бензина и несколько капель воды для лучшего разделения смеси. Затем содержимое пробирки резко встряхнуть и дать ему отстояться.
3. В бензиновый слой перейдут каротин и ксантофилл, а в спиртовый – натриевая соль хлорофиллиновой кислоты.
4. Зарисовать окраску слоев, указав распределение пигментов.
порфириновом ядре хлорофилла и при осторожном воздействии сильных кислот легко замещается двумя протонами, что приводит к образованию феофитина бурого цвета.
Если на феофитин подействовать солями меди, цинка или ртути, то вместо двух протонов в ядро входит соответствующий металл и вновь восстанавливается зеленая окраска. Однако она несколько отличается от окраски хлорофилла. Следовательно, цвет хлорофиллов зависит от металлоорганической связи в их молекуле. Обратное введение магния в феофитин происходит с большим трудом.
Ход работы: 1. В пробирку налить 2-3 мл спиртовой вытяжки пигментов и прибавить 1-2 капли 10%-го раствора соляной кислоты. В ходе реакции зеленый цвет меняется на бурый, при этом хлорофилл превращается в феофитин. Содержимое пробирки разлить в две пробирки.
2. Одну пробирку с феофитином оставить для контроля, а во вторую поместить несколько кристаллов уксуснокислой меди и нагреть раствор на водяной бане до кипения.
3. После нагревания бурый цвет раствора меняется на зеленый в результате образования хлорофиллоподобного производного меди.
4. Зарисовать окраску феофитина и медьпроизводного хлорофилла.
Материалы и оборудование: 1) свежие листья растений; 2) этиловый спирт; 3) бензин; 4) 20% раствор NaOH; 5) 10% соляная кислота в капельнице;
6) уксуснокислая медь; 7) водяная баня; 8) штатив с пробирками; 9) пипетки на 1 мл или мерные пробирки; 10) воронки; 11) фильтровальная бумага; 12) ступка с пестиком; 13) стеклянные палочки; 14) ножницы.
В процессе фотосинтеза световая энергия перед преобразованием в химическую должна быть поглощена пигментами. Пластидные пигменты поглощают свет в пределах видимой части спектра (380-720 нм), благодаря чему эта область излучения называется фотосинтетически активной радиацией (ФАР). Пигменты поглощают видимый свет не полностью, а избирательно, т.е. каждый пигмент имеет свой характерный спектр поглощения. В частности, важнейшая особенность спектра поглощения хлорофилла «а» и «b» – наличие у них двух ярко выраженных максимумов: в красной области – соответственно 640 и 660 нм и в сине-фиолетовой – 430 и 450 нм. Минимум поглощения лежит в зоне зеленых лучей. Этим и объясняется зеленая окраска пигментов. В живом листе у хлорофиллов более широкий и выравненный спектр поглощения. Каротины и ксантофиллы поглощают свет только в области сине-фиолетовых лучей.
Оптические свойства пигментов зависят от химической структуры молекулы. В молекуле хлорофилла и каротиноидов система конъюгированных двойных связей определяет поглощение сине-фиолетовых лучей. Для хроматофорных свойств хлорофиллов большое значение имеет также гидрирование связи между 7 и 8 атомами углерода четвертого пиррольного кольца. В частности, оно приводит к появлению полосы поглощения в красной части спектра и ослабляет поглощение желтозеленых лучей. И, наконец, присутствие магния в ядре обуславливает еще большее усиление поглощения в красной области спектра и ослабление – в зеленой.
Для установления спектра поглощения пигментов используют спектроскоп. В него одновременно поступает два световых потока. Один идет непосредственно от источника света и проходит через кювету с пигментом, а потом разлагается призмой на составные части, другой отражается зеркальцем в боковую щель, где он попадает на грань второй призмы. В результате возникают два параллельных спектра, расположенных один над другим. Спектр отраженного от зеркала света служит контролем. По положению темных полос в опытном спектре определяют какие лучи поглощаются исследуемым пигментом.
Цель работы: познакомиться с оптическими свойствами пигментов.
Определение спектра поглощения хлорофилла. Спектроскоп установить по отношению к свету так, чтобы все области спектра имели одинаковую яркость. В спектрофотометрическую кювету налить спиртовую вытяжку хлорофилла, поместить ее перед щелью спектроскопа и определить положение темных полос, которые соответствуют лучам, поглощаемым хлорофиллом.
Ширина полос зависит от концентрации пигмента или толщины слоя его раствора. Для наблюдения спектров поглощения растворов с разной концентрацией хлорофилла разбавить вытяжку спиртом в отношениях 1:1, 1:3, 1:5 и т.д. и исследовать оптические свойства полученных растворов. Из сравнения спектров поглощения растворов различной концентрации выясняем, что наиболее сильное поглощение происходит в красных лучах (самая концентрированная вытяжка). По окончании опыта сделать заключение о зависимости спектра поглощения хлорофилла от его концентрации и объяснить установленный факт.
Спектр поглощения каротина и ксантофилла. Для получения спектра поглощения каротиноидов пипеткой осторожно взять бензиновый раствор, в который перешли каротин и ксантофилл после омыления хлорофилла, перенести его в кювету и поместить перед щелью спектроскопа. Рассмотреть спектр поглощения и сравнить его со спектром поглощения хлорофилла. Зарисовать оба спектра.
Флуоресценция хлорофилла. Флуоресценция – испускание возбужденной молекулой хлорофилла света. Суть ее состоит в следующем.
При комнатной температуре и в темноте молекула хлорофилла находится в основном состоянии, т.е. энергия ее соответствует нижнему синглетному уровню (So).:Поглощение кванта света сопровождается переходом одного из -электронов на более высокий энергетический уровень. В результате возникает синглетное электронно-возбужденное состояние молекулы. Синглетным называется такое возбужденное состояние, при котором переход электрона на более высокий энергетический уровень не сопровождается изменением знака спина. В спектрах поглощения ему соответствует одна линия. Если при этом поглощается квант красного света, то электрон переходит на первый синглетный уровень (S1) с энергией 1,7 эв и временем жизни 10–8–10–9с. В случае захвата кванта синего света электрон оказывается на втором синглетном уровне (S2) с энергией 2,9 эв, а время жизни такого состояния уменьшается до 10–12–10–13 с. Однако независимо от того, в какое электронно-возбужденное состояние молекула была переведена поглощенным квантом, она, в конечном счете, переходит на низший колебательный подуровень первого синглетного возбужденного состояния (S1).
Энергия этого состояния может использоваться на осуществление фотохимических процессов, мигрировать от одной молекулы хлорофилла к другой, растрачиваться в виде тепла или флуоресцентного излучения.
Таким образом, независимо от длины возбуждающего света хлорофилл флуоресцирует только в красной части спектра. Уменьшение энергии кванта, излученного возбужденной молекулой, по сравнению с энергией поглощенного кванта получило название стоксового сдвига. Флуоресцируют только хлорофилл «а» и хлорофилл «b»; каротиноиды не обладают этой способностью. В живом листе основным флуоресцирующим пигментом является хлорофилл «а». При этом в листьях флуоресценция выражена гораздо слабее, чем в растворе, так как часть поглощенной энергии используется на сенсибилизирование фотохимических реакций.
Поэтому возрастание интенсивности фотосинтеза, как правило, влечет за собой ослабление флуоресценции. Флуоресценция не только дает ценные сведения об использовании энергии в фотохимических процессах, но и является важной характеристикой взаимодействия молекул различных пигментов в ламеллах тилакоидов хлоропласта, миграции энергии в фотосистемах и т.д.
Ход работы. Для определения флуоресценции спиртовую вытяжку пигментов или раствор хлорофилла в бензине, полученный при разделении пигментов по Краусу, поместить на темную бумагу у Рис.10. Рассмотрение спиртовой вытяжки хлорофилла:
А – в отраженных лучах; Б – в проходящих лучах; а – источник света; б – пробирка с вытяжкой; в – глаз; г – падающие лучи; д, е – отраженные лучи; ж – лучи, прошедшие через хлорофилл источника освещения и рассмотреть в отраженном свете (рис. 10).
Вытяжка хлорофилла будет темно-красного цвета.
Флуоресценцию можно наблюдать и в живом листе. Для этого берут элодею канадскую (Elodea canadensis Michx.), помещают объект на предметный столик микроскопа и освещают синефиолетовыми лучами, под действием которых зеленые пластиды начинают светиться красным светом.
Материалы и оборудование: 1) спиртовая вытяжка пигментов листа; 2) раствор каротина и ксантофилла (бензиновый слой, полученный после омыления хлорофилла); 3) пипетки на 1 мл; 4) кюветы; 5) спектроскопы.
3.3. Разделение пигментов методом бумажной Предлагаемый метод позволяет частично разделить на бумаге пигменты пластид. Полное разделение пигментов можно получить с помощью специальной хроматографической бумаги при использовании нескольких растворителей.
В настоящей работе разделение пигментов основано на различном продвижении их с растворителем, что обусловлено различной адсорбирующей способностью пигментов на бумаге и частично разной растворимостью их в бензине.
Цель работы: провести полное разделение смеси пигментов на отдельные компоненты, применяя двумерную хроматограмму.
Ход работы: 1. Приготовить ацетоновую вытяжку из свежих листьев растений. Навеска растительного материала должна составлять 2-3 г, объем ацетоновой вытяжки пигментов – 25 мл (100%-й ацетон).
2. Из хроматографической бумаги вырезать полоску шириной 1,5см и длиной 20 см. Держа бумажную полоску вертикально, кончик ее опустить на несколько секунд в вытяжку пигментов, налитую в бюкс или фарфоровую чашку. При кратковременном погружении вытяжка поднимается по бумаге на 1,0-1,5 см (стартовая линия). Затем бумагу высушивают в токе воздуха и снова погружают в раствор пигментов.
Эту операцию проводят 5-7 раз.
3. После этого нижний конец бумажной полоски на несколько секунд опустить в чистый ацетон, чтобы все пигменты поднялись на 1,0см. Таким образом, на хроматографической бумаге получают окрашенную зону (в виде зеленой полоски), где сконцентрирована смесь пигментов, которая должна быть разделена.
4. Хорошо высушив полоску бумаги в токе воздуха (до исчезновения запаха ацетона), помещают ее в строго вертикальном положении в цилиндр, на дно которого налит бензин с точкой кипения 80-1200С, так чтобы растворитель не касался зоны пигментов. Цилиндр герметически закрывают хорошо подобранной пробкой. Через 15 мин растворитель поднимается на 10-12 см. Смесь пигментов при этом разделяется на отдельные компоненты в виде полос, которые располагаются в Рис. 11. Распределение пигментов Материалы и оборудование: 1) листья растений; 2) ацетон; 3) бензин; 4) вазелин; 5) бюксы или фарфоровые чашки; 6) фарфоровые ступки с пестиками;
7) воронки; 8) стеклянные палочки; 9) фильтры бумажные; 10) полоски хроматографической бумаги; 11) высокие стаканы или цилиндры; 12) ножницы.
3.4. Определение содержания каротина в корнеплодах светового потока.
При работе нужно выбрать тот светофильтр, который пропускал бы лучи, поглощаемые раствором: максимум пропускания светофильтра должен совпадать с максимумом поглощения раствора. Светофильтры на ФЭКе установлены с разной длиной волны в области максимума пропускания. Для измерения их подбирают по принципу дополнительного цвета: при работе с желтоокрашенным соединением – синий, с синим соединением – красный и т.д.
Кюветы характеризуются рабочей длиной (расстояние между гранями, которое указывается на стенке, обращенной к проходящему свету): 5, 10, 20, 30, 50 мм. При анализе слабоокрашенных растворов берут кюветы с большей рабочей длиной, сильноокрашенных – с меньшей. Стремятся, чтобы отсчеты получались по шкале оптической плотности не более 0,8.
Цель работы: определить количество каротина в корнеплодах моркови.
Ход работы: 1. Навеску моркови (1 г) мелко нарезать и растереть в ступке с песком и 0,3 г СаО (для отнятия во ды) до однородной массы. В ступку добавить небольшими порциями растворитель – ацетон и продолжить растирание. Полученный экстракт слить в мерную колбу на 25 мл. По окончании экстракции колбу долить растворителем до метки. Если раствор каротина получился мутный, его фильтруют.
2. В качестве стандарта используют раствор азобензола (он соответствует 0,00235 г каротина на 1 мл раствора).
3. После получения опытного и стандартного растворов приступить к их колориметрированию. Для этого в одну кювету наливают опытный раствор, в другую – стандартный раствор и колориметрируют на ФЭКе при синем светофильтре. Расчет производят по формуле:
где X – количество каротина в мг на 100 г моркови;
К – количество каротина для стандарта (0,00235 г);
V – объем раствора в мл (25 мл);
Д1 – оптическая плотность для раствора каротина;
Д2 – оптическая плотность для стандарта.
4. Определяют суточную потребность человека в моркови, исходя из нормы 5 мг каротина в сутки.
Материалы и оборудование: 1) корнеплод моркови; 2) ацетон; 3) раствор азобензола; 4) колбы на 25 мл; 5) фарфоровые ступки с пестиками; 6) фильтры; 7) воронки; 8) фотоэлектроколориметр с кюветами; 9) стеклянные палочки.
3.5. Определение интенсивности фотосинтеза методом ассимиляционной колбы (по Л.А. Иванову и Н.Л. Коссович) Метод основан на определении количества диоксида углерода, поглощенного листьями при фотосинтезе. Побег или отдельный лист помещают в перевернутую вверх дном стеклянную колбу (рис. 12) и выставляют на свет на 15—20 минут. Часть содержащегося в колбе диоксида углерода потребляется в процессе фотосинтеза. Затем связывают не поглощенную листьями СО 2, наливая в колбу некоторый избыток раствора щелочи. После чего оставшуюся щелочь титруют соляной или щавелевой кислотой. То же самое проделывают с контрольной колбой (без растения) и сопоставляют результаты титрования.
Рис. 12. Прибор Л.А. Иванова и Н.Л. Коссович для определения интенсивности фотосинтеза: а – колба; б – стержень с листом; в – пробка Если опытная и контрольная колбы имеют равный объем и если в обе колбы налито одинаковое количество раствора Ва(ОН)2, то количество поглощенного растением диоксида углерода будет прямо пропорционально разности результатов титрования содержимого этих колб. Для того чтобы установить, какому количеству СО2 соответствует 1 мл используемой для титрования кислоты, сопоставим реакции, в которые вступает прилитая в колбу щелочь:
1М HCl соответствует 0,5М СО2, т.е. 44 : 2 = 22 г СО2. При концентрации 0,025Н HCI в 1 мл этого раствора содержится 0,000025М HCI, что эквивалентно 220,000025=0,00055 г или 0,55 мг СО2. Данный метод дает достаточно точные результаты лишь в том случае, если все операции по открыванию и закрыванию колб проводить, не прикасаясь к стеклу руками (в противном случае воздух, расширяясь при нагревании, будет частично выходить из колб).
Цель работы: определить интенсивность фотосинтеза растений.
Ход работы: 1. Взять две одинаковые колбы и выдержать их в одинаковых условиях открытыми в течение 10-20 минут для заполнения воздухом. Затем одновременно вставить в них пробки с отверстиями, закрытыми стеклянными пробками (№1), не допуская нагревания колб прикосновением рук.
2. Срезать лист или побег растения, обновить срез бритвой под водой и поставить в заполненную водой (воду берут кипяченую, чтобы не было пузырьков воздуха) пробирку, прикрепленную к палочке, вставленной в пробку (№2).
3. Быстрым, но спокойным движением вынуть из колбы пробку №1 и вставить пробку №2 (с растением).
4. Выставить колбу на свет и отметить время начала опыта. Во время опыта следить за температурой внутри колбы и в случае перегрева охлаждать колбу водой. Особенно важно, чтобы в конце опыта температура была такой же, как и вначале, иначе воздух может войти в колбу или выйти из нее. Продолжительность опыта должна быть такой, чтобы листья успели поглотить не бо лее 25% содержащегося в колбе СО2. При хорошем освещении для колбы вместимостью 1 л экспозиция не должна превышать 5 минут, для более крупных колб – 15-20 минут.
5. По окончании опыта извлечь из колбы растение и быстро закрыть ее пробкой № 1, отметив время. Контрольную колбу также приоткрыть на несколько секунд. Налить в колбы через отверстие в пробке по 25 мл 0,025Н раствора Ва(ОН)2 и по 2-3 капли фенолфталеина и немедленно закрыть отверстие пробкой.
6. Для увеличения поверхности соприкосновения Ва(ОН) 2 с воздухом, осторожно смачивать этим раствором стенки колб и в течение 3 минут периодически взбалтывать, после чего через отверстие в пробке проводят титрование 0,025Н раствором соляной кислоты до исчезновения розового окрашивания.
7. Определить площадь листа методом квадратов. Результаты записать в таблицу 8.
Интенсивность фотосинтеза Jф (мл СО 2 /г час) вычисляют по формуле:
где А – количество HCI, пошедшее на титрование барита в опытной колбе, мл;
В – количество HCI, пошедшее на титрование барита в контрольной колбе, мл;
К – поправка к титру HCI;
0,55 – число мг СО2, соответствующее 1 мл 0,025Н НС1;
S – площадь листьев, дм2;
t – экспозиция, мин;
60 – коэффициент перевода минут в часы.
Материалы и оборудование: 1) листья или побеги растений; 2) 0,025Н раствор Ва(ОН) 2; 3) 0,025Н раствор HCI; 4) фенолфталеин; 5) конические колбы емкостью 1 л (2 шт.); 6) бумага; 7) резиновые пробки (3 шт.);
8) две пробки с отверстием, закрытым стеклянной пробкой, в третью пробку вставлена стеклянная или металлическая палочка с привязанной к ней маленькой пробиркой и термометром; 9) штатив для установки колбы в перевернутом положении; 10) электрическая лампа 200-300 Вт; 11) ножницы; 12) бумага; 13) весы с разновесами.
1. Космическая роль зеленых растений. Значение работ К.А. Тимирязева.
2. Пигменты фотосинтезирующих растений. Методы разделения пигментов.
3. Химические и оптические свойства пигментов.
4. Физико-химические свойства молекулы хлорофилла. Флуоресценция хлорофилла.
5. Световая стадия фотосинтеза. Фотосинтетическое фосфорилирование.
6. Темновая стадия фотосинтеза. Цикл Кальвина, цикл ХетчаСлэка, фотосинтез по типу толстянковых.
7. Интенсивность фотосинтеза, фотодыхание.
8. Влияние экологических факторов на интенсивность фотосинтеза.
История развития учения о дыхании. Теория окисления и восстановления: А.Н. Баха, В.И. Палладина, Г. Виланда, О. Варбурга, С.П.
Костычева и др. Классификация ферментных систем дыхания. Строение ферментов. Действие активаторов и ингибиторов. Характеристика дегидрогеназ, оксидоредуктаз, оксидаз. Механизмы действия каталазы, пероксидазы, цитохромоксидазы и полифенолоксидазы.
Физиологическая роль дыхания. Специфика дыхания у растений.
Митохондрии. Их структура и функции.
Пути окисления органических веществ в клетке. Унификация субстратов дыхания. Механизм активации дыхательных субстратов, пути их включения в процессы биологического окисления. Основные пути диссимиляции углеводов. Пентозомонофосфатный путь окисления глюкозы. Гликолитический путь окисления (гликолиз), основные стадии.
Цикл Г. Кребса, последовательность протекания реакции. Глиоксилатный цикл.
Электрон-транспортная цепь митохондрий: структурная организация, основные компоненты, их окислительно-восстановительные потенциалы. Комплексы переносчиков электронов. Альтернативность каталитических механизмов биологического окисления (цианид-резистентное дыхание). Внемитохондриальные окислительные системы.
Окислительное фосфорилирование. Энергетика дыхания: фосфаты и тиоэфиры. Единство элементарных энергетических процессов в живой природе. Фосфорилирование на уровне субстрата (субстратное) и фосфорилирование в дыхательной цепи (коферментное). Теории окислительного фосфорилирования: химическая, механо-химическая (теория Бойера), хемиосмотическая (теория Митчела). Основные положения хемиосмотической теории сопряжения Митчела. Мембрана как структурная основа биоэнергетических процессов. Трансформация энергии на сопрягающих мембранах. Электрохимический потенциал – движущая сила фосфорилирования. Регуляция электронного транспорта и фосфорилирования. Разобщение дыхания и фосфорилирования. Влияние на этот процесс факторов среды.
Дыхание как центральное звено обмена веществ. Значение дыхания в конструктивном метаболизме клетки и его связь с другими функциями клетки.
Количественные показатели газообмена (поглощение кислорода, выделение углекислоты, дыхательный коэффициент и др.). Эффект Л.
Пастера.
Регуляция дыхания. Экология дыхания. Зависимость дыхания от внешних и внутренних факторов.
4.1. Газометрическое определение каталазы Многие окислительно-восстановительные процессы в растительных тканях идут с участием ферментов.
Метод определения активности фермента основан на способности каталазы разлагать перекись водорода с выделением газообразного кислорода. Поскольку количество перекиси водорода, подвергнувшейся разложению, зависит от активности фермента, оказывается возможным по количеству кислорода и скорости его выделения судить об активности каталазы.
Цель работы: определение активности фермента каталазы в растительном материале.
Ход работы: 1. Взять навеску листьев или частей растения массой 4 г, добавить 0,2 г мела (для придания щелочной реакции), щепотку песку и тщательно растереть в ступке с небольшим количеством дистиллированной воды. Растертую массу по воронке перенести в мерную взвесью и перенести в одно отделение реакционного сосуда (каталазника). В другое отделение сосуда поместить 5 мл перекиси Рис. 13. Каталазиметр подсоединить к остальной части прибора каталазиметра.
4. Жидкость в измерительной бюретке установить на ноль. Движением реакционного сосуда смешать находящиеся там жидкости.
5. Отметить количество вытесненной жидкости, соответствующей объему выделившегося кислорода через следующие интервалы времени: мин, 2 мин, 3 мин, 4 мин, 5 минут.
6. Опыт проводят в трехкратной повторности и по средним значениям строят график активности фермента каталазы в зависимости от времени. По оси ординат откладывают количество выделившегося кислорода, а по оси абсцисс – время в минутах.
Материалы и оборудование: 1) растительный материал; 2) дистиллированная вода; 3) 5%-я перекись водорода; 4) прибор для определения активности каталазы (каталазиметр); 5) реакционный сосуд; 6) мерная колба на 100 мл;
7) мерный цилиндр на 10 мл; 8) пипетка на 5 мл; 9) песочные часы; 10) весы;
11) мел; 12) песок; 13) ступка с пестиком; 14) стеклянные палочки.
4.2. Определение содержания аскорбиновой кислоты Метод основан на переведении аскорбиновой кислоты в раствор и на способности ее восстанавливать в кислой среде индикатор синего цвета – 2,6-дихлорфенолиндофенолят натрия – до лейкоформы, при этом аскорбиновая кислота окисляется в дегидроаскорбиновую кислоту. Реакция идет за счет фермента аскорбатоксидазы. Следует отметить, что чем выше содержание аскорбиновой кислоты, тем выше активность фермента аскорбатоксидазы.
аскорбиновая кислота дегидроаскорбиновая кислота Цель работы: определить содержание аскорбиновой кислоты в растениях.
Ход работы: 1. Берут навеску растительного материала (лук, капуста, яблоки) 5 г и растирают в ступке с 20 мл 1%-го раствора соляной кислоты. Растирание следует вести не более 10 минут.
2. Полученную массу переносят по воронке в мерную колбу на мл с 1%-м раствором щавелевой кислоты. Доводят раствор в колбе до метки щавелевой кислотой. Колбу несколько раз сильно встряхивают и оставляют стоять на 15 минут для осаждения белков.
3. Содержимое колбы отфильтровывают, из фильтрата берут по мл раствора в три стакана, содержимое в стаканах оттитровывают из микробюретки 0,001Н раствором 2,6-дихлорфенолиндофенолятом натрия (краска Тильманса) до розовой окраски, которая не исчезает в течение 1 минуты.
4. Результаты титрования всех трех стаканов записывают и вычисляют среднее.
5. Расчет содержания аскорбиновой кислоты производят по формуле:
где X – содержание аскорбиновой кислоты в мг на 100 г вещества;
а – число краски, ушедшей на титрование, мл;
Т – титр краски Тильманса (0,14);
V – объем мерной колбы с экстрактом;
в – число экстракта, взятого для титрования, мл;
с – навеска исследуемого материала, г.
Материалы и оборудование: 1) растительный материал (лук, капуста, яблоки); 2) 1%-й раствор соляной кислоты; 3) 1%-й раствор щавелевой кислоты; 4) 0,001Н раствор краски Тильманса – 2,6-дихлорфенолиндофенолят натрия; 5) фарфоровая ступка с пестиком; 6) мерная колба на 100 мл; 7) стакана; 8) воронка; 9) бюретка; 10) весы с разновесами; 11) скалпель; 12) стеклянные палочки.
4.3. Определение интенсивности дыхания (по Бойсен-Иенсену) Интенсивность дыхания определяют по количеству выделенного диоксида углерода в замкнутом сосуде, в который помещена навеска исследуемого материала и определенное количество щелочи (рис. 14). Выделяемый в процессе дыхания диоксид углерода реагирует со щелочью:
Через некоторое время оставшуюся в сосуде щелочь титруют соляной кислотой:
Продолжительность экспозиции зависит от размера навески и от интенсивности дыхания исследуемо го о бъекта. Пр и очень короткой экспозиции разность между результатами титрования контрольной и опытной колб будет недостовер ной. Наоборот, если в колбе останется слишком мало бари та, может произойти неполное поглощение СО 2.
Рис. 14. Прибор для определения интенсивности дыхания: а – колба со щелочью; б – марлевый мешочек с набухшими семенами; в – пробка с крючком; г – пробка со стеклянными трубками (используется при титровании) Желательно подобрать такую экспозицию, чтобы на связ ывание СО 2 было израсходовано 20 -50% щелочи (если, напр имер, на титрование барита в контрольной колбе пошло 10 мл HCI, то на титрование в опытной колбе должно пойти не более 8 и не менее 5 мл).
Цель работы: определить интенсивность дыхания набухших семян.
Ход работы: 1. Навеску исследуемого материала (проростки семян 5-10 г) поместить в марлевый мешочек и пр икрепить его к пробке при помощи крючка (рис. 14). В колбу внести 10 мл раствора Ва(ОН) 2 и 2-3 капли фенолфталеина и быстро опустить в колбу мешочек с семенами. Записать время начала экспозиции.
2. В контрольную (пустую) колбу также влить 10 мл барита и 2-3 капли фенолфталеина, плотно закрыть пробкой.
3. Время от времени колбы осторожно покачивают, чтобы разрушить пленку ВаСОз, препятствующую полноте погло щения СО 2, не допуская попадания ни одной капли раство ра на мешочек с семенам и.
4. Через 30 мин вынуть растительный материал, быстро закрыть колбу пробкой со стеклянными трубками и отметить время окончания опыта. Оттитровать оставшуюся щелочь, приливая ч ерез отверстие в пробке 0,025Н HCI до исчезновения розового оттенка.
5. Контрольную колбу титруют через 20 минут после того, как был налит раствор барита (все это время колбу необходимо периодически взбалтывать).
Результаты опыта записывают в таблицу 9.
Интенсивность дыхания J (мл СО 2 /г час) вычисляют по формуле:
где а – результат титрования содержимого контрольной колбы, мл;
в – результат титрования содержимого опытной колбы, мл;
k – поправка к титру HCI;
0,55 – количество СО 2, эквивалентное 1 мл 0,025Н HCI, мг;
t – экспозиция, ч.
Материалы и оборудование : 1) проросшие семена; 2) 0,025Н раствор Ва(ОН)2 в бутыли, соединенной с бюреткой (бутыль и бюретка закрыты пробками, в которые вставлены трубки с натронной известью); 3) 0,025Н раствор HCl в бюретке с приспособлением для титрования; 4) фенолфталеин в капельнице; 5) конические колбы на 250-300 мл с резиновыми пробками, в которые вставлены металлические крючки; 6) марля размером 1010 см; 7) технические весы с разновесами; 8) нитка.
4.4. Определение дыхательного коэффициента Дыхательным коэффициентом (ДК) называется отношение объема выделенного при дыхании диоксида углерода к объему поглощенного кислорода. Величина его зависит, прежде всего, от того, какие вещества используются при дыхании. При окислении сахаров отношение СО 2 :О2 (ДК) равно 1. Если дыхательным материалом служат вещества более окисленные, чем углеводы (например, щавелевая кислота), то величина дыхательного коэффициента будет больше 1. Если используются соединения менее окисленные, чем углеводы (жиры, белки), дыхательный коэффициент будет меньше 1.
Для определения дыхательного коэффициента исследуемый материал помещают в пробирку, соединенную с градуированной трубкой, в которую введена капля окрашенной жидкости. Если объемы обмениваемых при дыхании газов равны, то капля в трубке передв игаться не будет. Если же величина дыхательного коэффициента меньше или больше единицы, то будет наблюдаться перемещение жидкости в трубке, соответствующее разности между объемами поглощенного О 2 и выделенного СО 2.
Затем с тем же материалом проводят второй опыт, вво дя в пробирку крепкий раствор щелочи для поглощения выделяемого при дыхании СО 2. Наблюдающееся при этом передвижение капли в трубке соответствует объему поглощенного материалом кислорода.
Цель работы: определить дыхательный коэффициент прорастающих семян.
Ход работы: 1. Насыпать в пробирку наклюнувшиеся семена пшеницы или гороха до половины пробирки (рис. 15). Собрать установку для наблюдения за газообменом, поставить ее в стакан с ватой и ввести в трубку каплю подкрашенной воды. Когда капля оторвется от края трубки, отметить положение внутреннего мениска капли, перевернуть песочные часы и после 5 мин экспозиции сделать второй отсчет, а еще через 5 мин – третий.
2. Вычислить среднее расстояние, пройденное каплей за 5 минут (А), которое соответствует разности между объемами поглощенного кислорода и выделенного диоксида углерода.
3. Вынуть пробку из пробирки с семенами, проветрить пробирку и вложить пинцетом в верхнюю часть пробирки свернутую в кольцо полоску фильтровальной бумаги или вату, смоченную 20%-м раствором щелочи (полоску смачивают умеренно, держа ее над фарфоровой чашкой, чтобы во время опыта щелочь с полоски не попала на семена). Закрыть пробирку пробкой и вновь ввести в трубку каплю подкрашенной жидкости.
4. Отметить положение мениска капли, определить передвижение капли за три пятиминутных интервала и вычислить среднюю величину (В).
Дыхательный коэффициент вычисляется по формуле:
Делают вывод о зависимости величины дыхательного коэффициента от характера окисляемых веществ. Результаты записывают в таблицу 10.
Дыхательный коэффициент прорастающих семян Положение мениска Расстояние, пройденное каплей за Материалы и оборудование: 1) наклюнувшиеся семена пшеницы мягкой (Triticum aestivum L.), гороха посевного (Pisum sativum L.) и др.; 2) 20%-й раствор КОН; 3) вода, подкрашенная метиленовой синей; 4) фарфоровая чашка; 5) пинцет; 6) песочные часы на 5 мин; 7) пипетка с оттянутым концом; 8) полоски фильтровальной бумаги размером 26 см.
Установка для определения дыхательного коэффициента: в пробирку с хорошо пригнанной резиновой пробкой вставлена изогнутая под прямым углом тонкая стеклянная трубка. Горизонтальное колено трубки градуируют, прикрепляя к ней при помощи резиновых колечек полоску миллиметровой бумаги, пробирку устанавливают в высокий (по длине пробирки) стакан с ватой.
1. Классификация ферментативных систем дыхания. Механизмы действия.
2. Пути превращения дыхательного субстрата. Гликолиз. Пентозофосфатный цикл.
3. Цикл Кребса.
4. Электрон-транспортная цепь дыхания. Цианидрезистентный путь дыхания.