на правах рукописи

СИБИРНЫЙ ВЛАДИМИР АНДРЕЕВИЧ

Разработка новых методов анализа спиртов и альдегидов и конструирование

продуцентов этанола с использованием нетрадиционных дрожжей

Hansenula polymorpha и Pichia stipitis

03.01.06 – биотехнология (в том числе бионанотехнологии)

03.02.03 – микробиология

АВТОРЕФЕРАТ

диссертации на соискание ученой степени доктора биологических наук

Москва, 2013 1

Работа выполнена на кафедре биотехнологии и микробиологии биолого-почвенного факультета Жешовского университета (Жешов, Польша)

Научный консультант:

доктор биологических наук, профессор Нетрусов Александр Иванович

Официальные оппоненты:

Азизбекян Рудольф Рубенович, доктор биологических наук, профессор., зав. лабораторией биологически активных соединений Федерального государственного унитарного предприятия Государственный НИИ генетики и селекции промышленных микроорганизмов Мартыненко Николай Николаевич, доктор биологических наук, Московский государственный университет пищевых производств, кафедра биотехнологии, профессор кафедры Тишков Владимир Иванович, доктор химических наук, профессор, Московский государственный университет имени М.В.Ломоносова, кафедра химической энзимоогии, профессор кафедры

Ведущая организация:

Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт биохимии и физиологии микроорганизмов им. Г. К. Скрябина РАН

Защита состоится «29» октября 2013 г. в 14 часов на заседании диссертационного совета Д.501.001.21 при Московском государственном университете имени М.В.Ломоносова по адресу: 119992, Москва, Ленинские горы, дом 1, МГУ, корп. 12, Биологический факультет, ауд. М-1.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке биологического факультета МГУ.

Автореферат разослан «» 2013 г.

Ученый секретарь диссертационного совета Пискункова Нина Федоровна

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. Загрязнение окружающей среды наряду с исчерпанием нефти ставит перед биотехнологией задачи разработки современных методов анализа токсичных продуктов и поиска возобновляемых источников энергии. Все процессы биотехнологии, химической технологии, мониторинга окружающей среды и многих пищевых технологий базируются на методах анализа хода процесса и качества конечного продукта. Эти проблемы во многом могут быть решены с использованием нетрадиционных дрожжей Hansenula polymorpha и Pichia stipitis.

Мониторинг среды, включающий контроль воздуха, сточных вод, пищевых продуктов, почвы и питьевой воды, приобретает все большее значение в программах улучшения условий жизни и питания человека. Среди множества методов все большее внимание уделяется новейшим биоаналитическим методам (Reshetilov et al., 2010; Троценко, Торгонская, 2011). В них используются высокоспецифичные ферменты, а также биосенсоры на основе ферментов, микробных клеток, либо иных биоэлементов. Для внедрения биосенсорных методов анализа в широкую практику необходимы исследования по конструированию биоэлементов с оптимальными параметрами, включая создание ферментных и микробных сенсорных элементов с необходимыми биоаналитическими характеристиками.

Современный этап развития цивилизации в значительной степени зависит от успешной разработки новых технологий производства биотоплива, особенно, топливного этанола из непищевыых источников. В настоящее время этанол производится в больших количествах (79 млрд. л в 2009 г.), причем около 75% этого вещества используется в качестве топлива для двигателей внутреннего сгорания и лишь 15% - для приготовления крепких спиртных напитков. Бензин в настоящее время зачастую используется в смесях с этанолом, который может быть получен из биомассы растений, причем в странах ЕС с 2010 г. введено требование, согласно которому бензин должен содержать не менее 5,5% этанола (Monique et al., 2003). Известно также положительное влияние биотехнологического производства этанола на глобальный парниковый эффект. Сжигание такого этанола не приводит к дополнительной эмиссии СО2 в атмосферу (Lynd, 1996). В настоящее время топливный этанол получают из пищевого и кормового сырья (крахмал, сахароза). Поэтому конструирование штаммов, способных к эффективной конверсии в этанол гидролизатов растительной биомассы, состоящих, в основном, из глюкозы и ксилозы, имеет первостепенное значение для увеличения производства этого биотоплива. Важной задачей является также усовершенствование методов анализа этанола.

Метанол играет важную роль в качестве исходного сырья для химического синтеза.

Значительная его часть используется в процессе получения формальдегида, а также для производства синтетических смол и лавсана, биотоплива, а также в качестве добавки к бензину. Случайное потребление метанола приводит к слепоте, необратимым неврологическим нарушениям и даже к смерти (Medinsky еt al., 1997; Skrzydlewska, 1999). В связи с высокой токсичностью метанола (Skrzydlewska, Farbiszewski, 1997; Andrews et al., 1998) важное значение имеет определение его содержания в алкогольных напитках, биологических жидкостях, при контроле промышленных отходов.

Одна из крупнейших по масштабу химическая технология заключается в производстве различных пластмасс с применением формальдегида. Поэтому определение формальдегида и сопутствующего метанола очень важно для мониторинга окружающей среды и контроля многих промышленных товаров, медицинских препаратов, пищевых продуктов. Особенно высокий уровень формальдегида, как натурального метаболита, в ряде рыбных продуктов семейства тресковых (Sotelo et al., 1995), содержание которого в процессе хранения в замороженном состоянии его содержание может достигать от 210 до 780 мг на 1 кг сырой биомассы, что представляет собой серьезную токсикологическую проблему (Rehbein, 1995).

Большинство известных методов определения этанола, метанола и формальдегида недостаточно селективны и чувствительны, либо слишком дорогостоящие. Блдее перспективн энзиматические методы с использованием алкогольоксидазы, выделенной из штаммов-сверхпродуцентов H. polymorpha. Алкогольоксидаза, способная in vitro окислять метанол, алифатические спирты, включая этанол, имеет важное биотехнологическое значение. Другим ферментом H. рolymorpha, имеющим биоаналитичесое значение, является формальдегиддегидрогеназа. Этот фермент также использовался в диссертационной работе.

Для эффективного производства биоэтанола необходим поиск и генно-инженерное улучшение дрожжей, способных сбраживать до этилового спирта гидролизаты лигноцеллюлозы. Важнейшее значение имеет исследование метилотрофных дрожжей H.

polymorpha, которые могут сбраживать как глюкозу, так и ксилозу, а также P. stipitis, дикие штаммы которых по характеристикам ферментации ксилозы не уступают лучшим рекомбинантным штаммам Saccharomyces cerevisiae. Такие дрожжи представляют интерес для разработки процесса одновременного энзиматического гидролиза лигноцеллюлозы с последующей ферментацией образуемых сахаров до этанола. Штаммы с улучшенными параметрами ферментации лигноцеллюлозного сырья могут сделать этот процесс более рентабельным (Дмитрук и др., 2010).

Цель и задачи исследования. Целью работы было использование нетрадиционных дрожжей Hansenula polymorpha для разработки новых ферментативных и биосенсорных методов анализа формальдегида, метанола и этанола в окружающей среде, продуктах питания, сыворотках крови, а также конструирование штаммов H. polymorpha и Рichia stipitis с увеличенной продукцией этанола. Для достижения этой цели необходимо было решить следующие задачи:

1. Использование высокоочищенного фермента алкогольоксидазы (АО), полученного из клеток бескаталазного штамма метилотрофных дрожжей H. polymorpha C-105 (gcr1 catX) с нарушенной катаболитной глюкозной репрессией синтеза АО для разработки ферментных фотометрических методов анализа этанола, метанола и формальдегида.

2. Анализ этанола в алкогольных и безалкогольных напитках и соках при помощи разработанного алкогольоксидазно-пероксидазного (АОП) метода.

формальдегиддегидрогеназы (ФАДГ) для определения содержания формальдегида в рыбных продуктах, метанола и формальдегида в модельных растворах и промышленных сточных водах.

4. Разработка нового энзимо-химического метода определения одновременного содержания формальдегида и метанола для анализа стоков.

5. Конструирование элементов биосенсоров, селективно реагирующих на метанол, этанол и формальдегид, с применением ферментных препаратов, выделенных из селекционированных штаммов нетрадиционных дрожжей.

6. Получение мутантных форм АО H. polymorpha с пониженным сродством к этанолу, разработка амперометрических биосенсоров на основе природных и мутантных форм АО H.

polymorpha.

7. Биоаналитическое использование ФАДГ H. polymorpha в разработке ферментативных и клеточных биосенсоров для анализа формальдегида в вакцинах.

8. Конструирование рекомбинантных штаммов Pichia stipitis с увеличенной продукцией этанола при алкогольной ферментации лигноцеллюлозного сырья.

9. Изучение взаимосвязи между внутриклеточным пулом GSH, повышением продукции этанола и устойчивости к этанолу у рекомбинантных штаммов пекарских дрожжей S.

cerevisiae и метилотрофных дрожжей H. polymorpha.

Научная новизна исследования. В работе представлены примеры использования нетрадиционных дрожжей Н. рolymorpha и их мутантов – сверхпродуцентов ферментов (АО – алкогольоксидазы, ФАДГ – формальдегиддегидрогеназы), мутантных форм АО с уменьшенным сродством к субстратам, выделение ферментов и их биоаналитическое применение в ферментно-химических и биосенсорных методах анализа формальдегида, метанола и этанола в промышленных сточных водах, продуктах питания и вакцинах.

Представлены примеры конструирования рекомбинантных штаммов дрожжей Pichia stipitis и H. polymorpha с улучшенными параметрами алкогольной ферментации.

Разработан новый ферментно-химический метод одновременного анализа формальдегида и метанола в их смесях, в котором определение метанола осуществляется с участием АО в условиях химического «маскирования» формальдегида в реакционной смеси (добавление веществ, связывающих молекулы формальдегида, делает невозможным его реакцию с АО). Метод использован для анализа промышленных сточных вод и коммерческих препаратов формалина. Порог чувствительности метода для обоих аналитов составляет 1 мкМ, что в 3,2 раза выше по сравнению с традиционным химическим методом.

Показана возможность применения АО, пероксидазы хрена (ПО) и ФАДГ при анализе этанола в спиртосодержащих напитках, метанола и формальдегида в модельных растворах и промышленных сточных водах, а также формальдегида в рыбных продуктах. Использование таких методов значительно упроститло процедуру анализа этанола, метанола и формальдегида по сравнению с традиционными способами.

Сконструирован новый прототип двухферментного амперометрического биосенсора с применением АО метилотрофных дрожжей и ПО, способного к анализу этанола, метанола и формальдегида. Биоселективный элемент создан путем электроосаждения двух ферментов в различных слоях с использованием катионных и анионных полимеров. Эффективная коммуникация между окисленной формой ПО и поверхностью рабочего электрода достигнута путем введения во внутренний слой, контактирующий с электродом, полимера, содержащего осмиевый комплекс. Преимуществами биосенсора являются быстрый ответ на аналит, высокая чувствительность и стабильность. Это дает возможность примениеия разработанной конструкции биосенсора также в исследованиях других ферментов (ФдДГ, мутантной АО), а также для практического использования биосенсоров в анализах соответствующих аналитов.

На основе селекции в среде с аллиловым спиртом впервые получены мутантные штаммы Н. рolymorpha СА2 и СА4 с пониженным сродством АО к этанолу. Проведено секвенирование мутантных аллелей структурных генов АО из мутантов Н. рolymorpha СА2 и СА4, идентифицированы точечные мутации в гене АОХ, которые приводят к уменьшению сродства фермента к субстрату. Изучены некоторые структурно-функциональные свойства мутантных форм АО. Разработана технология иммобилизации ферментов на поверхности рабочего электрода биосенсора. Показано, что биосенсор на основе мутантной формы АО обладает расширенным спектром линейного ответа на аналиты по сравнению с сенсором на основе АО дикого типа.

Оптимизированы условия культивирования рекомбинантного штамма H. polymorpha с повышенным синтезом термостабильной ФАДГ, выделен фермент из рекомбинантных клеток, изучены некоторые свойства очищенной ФАДГ. Удельная активность очищенных препаратов ФАДГ превышала активность коммерческих препаратов ФдДГ из Ps. putida.

Разработан ФАДГ-метод анализа формальдегида и показана возможность его использования в анализе сточных вод. Ферментативный метод на основе ФАДГ рекомендован к практическому использованию вместо химических методов, которые трудоемки, требуют дистилляции проб или дополнительных исследований (в случае содержания фенола).

Разработаны два типа селективных к формальдегиду амперометрических биосенсоров (ферментный и клеточный) с использованием зависимой от НАД+ и глутатиона ФАДГ, выделенной из рекомбинантных клеток дрожжей H. polymorpha, с высоким содержанием ФАДГ. Сконструированные биосенсоры использованы для анализа содержания формальдегида в промстоках и вакцинах (АДТ-М, антигеморрагическая вакцина кроликов, вакцина Imovax Polio). Установлена корреляция между результатами биосенсорного и химического определения.

Сконструирован рекомбинантный штамм дрожжей P. stipitis XYL1m9 с увеличенной продукцией этанола при ферментации ксилозы. В полупромышленной среде на основе кислотных гидролизатов опилок и отрубей штамм характеризовался существенным улучшением параметров алкогольной ферментации. Так, при ферментации гидролизатов пшеничных отрубей штамм продуцировал в 1,5 раза больше этанола по сравнению с дрожжами S. cerevisiae дикого типа. Использование смеси рекомбинантного штамма P.

stipitis и штамма дикого типа S. cerevisiae увеличивало синтез этанола в 1,6 раза по сравнению с параметрами ферментации рекомбинанта.

Рекомбинанты H. polymorpha с повышенным пулом внутриклеточного GSH в связи с гиперэкспрессией первого гена биосинтеза GSH, гамма-глутамилцистеинсинтетазы, или центрального регуляторного гена метаболизма серы MET4 (мультикопийная интеграция генов GSH2 и MET4) накапливали почти в два раза больше этанола при сбраживаении глюкозы по сравнению со штаммом дикого типа, тогда как штамм S. cerevisiae с повышенным внутриклеточным пулом GSH не увеличивал продукцию спирта.

Трансформанты S. сerevisiae, и H. polymorpha с повышенным пулом GSH более чувствительны к экзогенному этанолу, чем соответствующие штаммы дикого типа.

Практическое значение полученных результатов. Предложенные модификации ферментных фотометрических методов анализа этанола, метанола и формальдегида с использованием АО и ФАДГ из мутантов - сверхпродуцентов этих ферментов использованы для анализа содержания этанола в винах, формальдегида и метанола в промышленных сточных водах, формальдегида - в рыбных продуктах. Показаны их преимущества по сравнению с традиционными химическими методами. Сконструированный биосенсор на основе АО использован для определения содержания метанола в промстоках.

Разработан новый ферментно-химический метод позволяющий определять метанол и формальдегид в смесях этих веществ и, в отличие от химических методов, не требует использования агрессивных химических веществ, прост в реализации и используется для контроля аналитов в промстоках и различных продуктах, содержащих формальдегид и метанол.

Показана возможность применения сконструированного двухферментного амперометрического биосенсора, содержащего АО и ПО с использованием раздельного электроосаждения двух ферментов в различных слоях, применением катионных и анионных полимеров для анализа метанола, этанола и формальдегида.

С использованием предложенного нами метода селекции мутантов дрожжей H.

polymorpha получены препараты АО с пониженным сродством к субстратам, которые иммобилизованы на поверхности трансдукторов амперометрических биосенсоров и показана возможность их применения для анализа этанола в широком диапазоне концентраций.

Сконструированные на основе рекомбинантного штамма H. polymorpha со сверхпродукцией термостабильной ФАДГ энзиматические и клеточные биосенсоры для анализа формальдегида использованы для определения содержания формальдегида в промышленных сточных водах и в сыворотках.

Рекомбинантные штаммы дрожжей Pichia stipitis XYL1m9 с повышенной продуктивностью алкогольной ферментации ксилозы и H. polymorpha с увеличенным внутриклеточным содержанием глутатиона перспективны для получения этанола из гидролизатов растительной биомассы и традиционного сырья.

Предложенные нами методы используются при анализе метанола и формальдегида в сточных водах фабрики по производству пластмасс в Пусткове (Польша), в учебном процессе на практических занятиях по биотехнологии и при выполнении дипломных работ во Львовском университете им. Ивана Франко (Украина) и Жешовском университете (Польша).

Основные положения, выносимые на защиту Нетрадиционные дрожжи Н. рolymorpha и их мутанты – сверхпродуценты АО и ФАДГ впервые использованы для анализа этанола и метанола в биогенных пробах (вино, пиво, соки, безалкогольные напитки), метанола и формальдегида в модельных растворах и промстоках, а также формальдегида - в пищевых рыбных продуктах.

Разработан и использован в аналитической практике новый ферментно-химический метод определения метанола и формальдегида в смесях этих веществ, основанный на применении химического анализа формальдегида с гидразоном 3-метил-2-бензотиазолина без АО и последующей реакции с участием АО, что позволяет определять общее содержание метанола и формальдегида в промстоках.

Разработаны новые типы амперометрических биосенсоров с использованием ферментов дрожжей Н. рolymorpha (АО, мутантная АО, ФАДГ) и осмий-содержащих катионных и анионных полимеров для получения быстрого отклика на аналит при высокой чувствительности и стабильности биосенсора. Сконструированные биосенсоры использованы для анализа метанола, этанола и формальдегида.

Сконструирован рекомбинантный штамм дрожжей XYL1m9 P. stipitis с повышенной продуктивностью алкогольной ферментации ксилозы и гидролизатов растительного сырья. Обнаружена способность рекомбинантных штаммов H. polymorpha с увеличенным внутриклеточным содержанием глутатиона к сверхсинтезу этанола в среде с глюкозой.

Работа выполнялась на кафедре Биотехнологии и микробиологии Биолого-почвенного факультета Жешовского университета (Жешов, Польша). Часть исследований проведена на основе Отдела молекулярной генетики и биотехнологии и Отдела аналитической биотехнологии Института биологии клетки НАН Украины (Львов, Украина), Института инжинерии окружающей среды Ченстоховского Технологического университета (Ченстохова, Польша), кафедры Технологии воды и сточных вод Свентокшыского Технологического университета (Кельце, Польша), Лаборатории аналитической химии – электроаналитики и сенсорики Рурского Университета (Бохум, Германия), кафедры Экологии микроорганизмов Брюссельского свободного университета (Брюссель, Бельгия).

Исследования выполнялись также в рамках международных научных грантов: KBN PO4B 003 23 «Новые ферментативные и биосенсорные методы анализа формальдегида, метанола и этанола в окружающей среде и клеточные системы детоксикации формальдегида», KBN N N302 1385 33 «Мутанты дрожжей Hansenula polymorpha с нарушенной катаболитной репрессией и их использование с целью конструирования сверхпродуцентов собственных и чужих белков с биотехнологическим значением», P-W CG „Interaction between glutathione and аlcoholic fermentation in Saccharomyces cerevisiae and nonconventional yeasts”.

Апробация работы. Основные положения диссертации были представлены на Международном экологическом конгрессе «Новое в экологии и безопасности жизнедеятельности» (Санкт-Петербург, Россия, 2000), на XXI Международном специализированном симпозиуме по дрожжам «Биохимия, Генетика, биотехнология и экология ннетрадиционных дрожжей» (Львов, Украина, 2001), на ХХII Международном специализированном симпозиуме по дрожжам „Yeast Fermentations and other Yeast Bioprocesses” (Пиланесбург, ЮАР, 2002), на II Конгрессе по биотехнологии (Лодзь, Польша, 2003), на VI Международной конференции „Role of Formaldehyde in Biological Systems” (Печ, Венгрия, 2003), на Первом (Инаугурационном) Украинском Конгрессе по биологии клетки (Львов, Украина, 2004), на Украинско-Германском Симпозиуме по нанобиотехнологии "Current State and Prospects for Future Cooperation" (Киев, Украина, 2006), на II УкраинскоПольской Вайглевской конференции "Microbiology of the XXI century" (Варшава, Польша, 2007), на XII Международном Конгрессе по дрожжам (Киев, Украина, 2008), на III Украинско-Польской Вайглевской конференции «Микробиология на службе человека»

(Одесса, Украина, 2009), на X Международной научной конференции “Risk factors of food chain” (Нитра, Словакия, 2010), на XXVIII Международном специализированном симпозиуме по дрожжам „Metabolic and Bioprocess Engineering for Sustainable Development” (Бангкок, Таиланд, 2010), на IV Украинско-Польской Вайглевской конференции "От микробиологии к синтетической биологии" (Вроцлав, Польша, 2011).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 45 работ, среди которых 17 статей, в российских журналах, рекомендуемых ВАК, и в приравниваемых к ним периодических изданиях, входящих хотя бы в одну из библиографических баз цитирования (PubMed, Scopus, Web of Knowellege и др.), в том числе с международным импакт-фактором (IF); монографии; 10 статей в других журналах и сборниках, а также 16 тезисов докладов на международных конференциях.

Структура и объем работы. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов, 7 глав результатов исследований, выводов, списка литературы (361 источник). Основной текст диссертации изложен на 279 страницах, включая 69 рисунков и 13 таблиц.

Вклад автора. Основные результаты работы получены лично автором, под его руководством или при его непосредственном участии в формулировании проблемы, постановке целей и задач, планировании и проведении экспериментов, в обобщении и интерпретации полученных результатов. Имена соавторов указаны в соответствующих публикациях.

СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ

Материалы и методы исследований В работе использовали следующие штаммы дрожжей:

Hansenula polymorpha 22 (leu 10) – штамм дикого типа.

Hansenula polymorpha 33 (leu 10 gcr1) – штамм, неспособный к конститутивному синтезу АО в среде с глюкозой.

Hansenula polymorpha 7-4A (GCR1 EAO) – штамм с нарушенной катаболитной глюкозной репрессией и увеличенным конститутивным синтезом АО, полученный из Hansenula polymorpha 33 (leu 10 gcr1).

Hansenula polymorpha C-105 (gcr1 catX) – лишенный каталазной активности мутант метилотрофных дрожжей с нарушенной катаболитной глюкозной репрессией (конститутивный синтез АО при росте на среде с глюкозой).

Hansenula polymorpha NCYC 495 – исходный штамм для получения зависимого от НАД+ и глутатиона сверхпродуцента ФдДГ.

Hansenula polymorpha 356 (линия DL1) – штамм дикого типа, исходный штамм для получения мутантов CA2 и CA4.

Hansenula polymorpha CA2 и CA4 – штаммы с уменьшенным сродством продуцируемой АО к субстратам (этанолу).

Hansenula polymorpha Tf 11-6 – сверхпродуцент ФАДГ.

Pichia stipitis PLU20 (ura3 leu2) – штамм, использованный в исследованиях по конструированию продуцента этанола.

Saccharomyces cerevisiae BY4742 (his3 leu2 lys ura3) (Euroscarf, Frankfurt) - штамм, использованный в исследованиях по конструированию продуцента этанола.

Перечень штаммов H.polymorpha и S. cerevisiae дикого типа и рекомбинантов с увеличенным уровнем внутриклеточного глутатиона представлен в соответствующих главах «Результатов исследований».

Условия культивирования. Клетки H. polymorpha C-105 (gcr1 catX) культивировали до средней логарифмической фазы роста на качалке при постоянной аэрации в минеральной среде (г/л): КH2PO4 – 1; (NH4)2SO4 – 3,5; MgSO4 x 7H2O – 0,5; CaCl2 – 0,1. Среда содержала дрожжевой экстракт „Difco” (0,2%) в качестве источника микроэлементов и витаминов.

Источником углерода служила 1% (в/о) глюкоза. Подробные условия культивирования микроорганизмов и среды приведены в соответствующих разделах работы.

Определение биомассы клеток. Биомассу клеток дрожжей (в мг/мл суспензии) определяли, измеряя оптическую плотность разведенных суспензий при 540 нм в 3 мм кювете.

Пермеабилизация клеток. Клетки дрожжей суспендировали в 50 мМ K, Na-фосфатном буфере, pH 7,5, содержащем 2 мМ ЭДТА (20-50 мг клеток/мл). К суспензии добавляли такой же объем дигитонина или цетилтриметиламмоний бромида (2 мг/мл). Смесь инкубировали на водяной бане при 30 oС в течение 15 мин. с встряхиванием через каждые 2-3 мин. По окончании пермеабилизации клетки трижды промывали соответствующим буфером.

Получение бесклеточного экстракта (БЭ). Выращенные клетки дрожжей промывали водой и K, Na-фосфатным буфером, pH 7,0. К осадку добавляли 50 мМ K, Na- фосфатный буфер с 2 мМ ЭДТА до получения конечной концентрации клеток 90 – 100 мг/л и ингибитор протеиназ 0,4 мМ фенилметилсульфонилфторид (PMSF). К полученной суспензии в гомогенизационных стаканчиках добавляли стеклянные шарики (диаметром 0,45 – 0,50 мм) в количестве 3/4 выходного объема суспензии и замораживали. Клетки разрущали на планетарном гомогенизаторе в течение 5 мин. (1000 об./мин.) при +4 оС. Гомогенизат центрифугировали (20 мин, 15000 об./мин, +5 оС). Супернатант использовали для дальнейших определений.

Определение содержания белка. Концентрацию белка в бесклеточных экстрактах определяли методом Лоури (Lowry et al., 1951).

Определение активности оксидаз. Активность оксидаз определяли на основе количества перекиси водорода, образуемого в течение 1 мин. в пересчете на 1 мг белка или клеток.

Перекись водорода анализировали фотометрически, измеряя количество окрашенного продукта окисления о-дианизидина в присутствии пероксидазы (Сибирный и др., 1987).

Определение активности алкогольдегидрогеназы (АдГ). Активность алкогольдегидрогеназы определяли по продукции НAДH, измеряя прирост оптической плотности при длине волны 340 нм (Steinman, Jakoby. 1967).

Определение активности формальдегиддегидрогеназы (ФАДГ). Активность глутатион-зависимой ФАДГ определяли спектрофотометрически на основе скорости образования НАДН при длине волны 340 нм (Schutte et al., 1976).

Определение активности пероксидазы (ПО). Активность ПО определяли путем измерения количества образованного окрашенного продукта окисления о-дианизидина при длине волны 525 нм.

Единицы определения активности ферментов, формула расчетов. Удельная активность ферментов приведена в микромолях субстрата (продукта) использованного (образованного) в течение 1 мин в перерасчете на 1 мг белка или сухой массы клеток в стандартных условиях реакции (мкмоль.мин-1.мг-1). Если не указаны другие, специальные условия, инкубацию реакционной смеси проводили при 30 oС в водяной бане или в термостатированной кювете спектрофотометра.

Определение формальдегида и метанола в промышленных стоках с использованием АО и 4-амино-5-гидразино-3- меркапто-1,2,4-триазола (АГМТ). В опытах использовали АГМТ и параформ „Sigma". Препарат АО получали из БЭ H. polymorpha C-105. Образцовый раствор формальдегида (1 моль/дм3) получали путем гидролиза параформа в течение 4 часов при 105 °C в герметично запаянных ампулах. В качестве стандартного раствора метанола использовали реактив фирмы „Merck” с концентрацией 0,25 мМ. Анализ формальдегида проводили в соответствии с предложенной нами методикой (Bie et al., 1999).

Одновременное определение содержания метанола и формальдегида с использованием АО и гидразона 3-метил-2-бензотиазолинона (МБТГ) проводили в соответствии с разработанным нами методом (Sibirny et al., 2008).

Анализ содержания этанола с использованием АдГ проводили в соответствии с методикой фирмы „Boehringer Mannheim“.

Определение содержания этанола в алкогольных напитках проводили, добавляя вместо раствора этанола 0,1 мл пробы алкогольного напитка в соответствующем разведении.

Анализ содержания этанола с алкогольоксидазой и пероксидазой (метод АОП).

Содержание этанола АОП-методом проводили согласно методике Гончара (Гончар и др., 1994а).

Определение содержания этанола в соках и плодово-ягодных винах проводили с использованием аналитического набора «Алкотест» по методу (Gonchar et al., 2001; Sibirny et al., 2010).

Биосенсорные методы анализа этанола.

Разработка амперометрического биосенсора на основе алкогольоксидазы.

Ферментативный биосенсор конструировали на основе стандартного амперометрического потенциостата с использованием трех электродов: серебряно-хлорсеребряного электрода сравнения Ag/AgCl/KCl (3 M), дополнительного электрода и рабочего электрода.

Амперометрические исследования проводили с использованием биопотенциостата (ЕЗ 30, „Biometra”, Геттинген, Германия), соединенного с компьютером для регистрации и обработки результатов. Рабочим электродом служил графитовый стержень (RW диаметром 3,05 мм, „Ringsdorff Werke”, Бонн, Германия), находящийся в стеклянной трубке, герметично залитый эпоксидной смолой.

Формирование чувствительной мембраны. Чувствительную мембрану формировали путем иммобилизации АО H. polymorpha C-105 (gcr1 catX) в слое катодного полимера CP59, синтезированного в Лаборатории аналитической химии – электроаналитики и сенсорики Рурского университета (Бохум, Германия. На поверхность рабочего электрода наносили мкл суспензии AO (200 Ед./мл с удельной активностью 25 Ед./мл), pH 7,6. После высыхания суспензии АО наносили 40 мкл раствора полимера CP59 методом электроосаждения.

Иммобилизация происходила в результате копреципитации молекул белка и полимера CP59.

Формирование амперометрического АОП биосенсора. Двухслойный биферментный элемент биосенсора формировали как описано (Гончар и др., 2006).

Ферментативное определение формальдегида.

Определение формальдегида методом АОП. Образцовый раствор формальдегида получали путем гидролиза параформа. В дальнейшем анализ проводили в соответствии с методикой определения этанола с той разницей, что добавляли 5-кратную концентрацию ферментов.

Определение содержания формальдегида в рыбе проводили в соответствии с описанными методами (Sibirny et al., 2011).

Использование электрохимического биосенсора для определения метанола в промышленных сточных водах осуществляли согласно разработанной нами методике (Bie et al., 1999).

Выделение из мутантов дрожжей Hansenula polymorpha AO c пониженным сродством к субстратам проводили по предложенному методу (Dmytruk et al., 2007).

Определение аминокислотных последовательностей проводили с применением программ MultAlin и BOXSHADE 3.21. Последовательности нуклеотидов AO штамма дикого типа H. polymorpha (DL-1-356), мутантных аллелей CA2 и CA4 депонированы в базе данных GenBank Национального центра биотехнологической информации США под номерами AM690088, AM690089 и AM690090.

Выделение, очистку и биотехнологическое использование ФАДГ осуществляли в соответствии с нашими разработками (Demkiv et al., 2007).

stipitis с улучшеной алкогольной ферментацией ксилозы и изучение его свойств проводили по описанным методикам в (Дмитрук и др., 2010).

Изучение алкогольной ферментации у диких и рекомбинантных штаммов H.

polymorpha и S. cerevisiae и методы их конструирвания проводили в соответствии с нашими методиками (Grabek-Lejko et al., 2011).

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

1. Разработка ферментативных фотометрических методов анализа этанола, метанола и формальдегида.

Наряду с химическими и физико-химическими методами все большее значение приобретают ферментативные методы определения спиртов и альдегидов. Ферментативный метод определения этанола был известен еще в пятидесятых годах прошлого века. Этот метод основан на окислении этанола до уксусного альдегида при помощи алкогольдегидрогеназы (АДГ). В этой реакции образуется НАДН, который определяется фотометрически при 340 нм:

CH3CH2OH + НАД+ CH3CHO + НАДH(H+) Применяемые до сих пор методы, использующие другой фермент – альдегиддегидрогеназу (АдДГ), имеют ряд недостатков, которые были частично устранены в наших исследованиях. Альтернативой методу дегидрогеназного анализа этанола является использование алкогольоксидазы (АО) метилотрофных дрожжей, которая в качестве кофермента содержит крепко связанный с белком ФАД. Катализируемая АО реакция необратима. Способность АО к образованию перекиси водорода в присутствии спиртов, в том числе этанола, используется для количественного определения спиртов:

СН3СН2ОН + О2 СН3СН=О + Н2О2.

На этой реакции основано аналитическое использование АО в наборах по определению этанола и других спиртов, в которых анализируется количество образуемой перекиси водорода. Существуют различные колориметрические методы определения этанола с использованием АО. В Институте биологии клетки АН Украины разработаны и запатентованы новые, чувствительные методы количественного определения перекиси водорода (метод АОП), что послужило основой для использования в диагностическом наборе «Алкотест»:

Хромоген Свободная или генерированная Краситель В наши задачи входила оптимизация методики АОП определения этанола в пробах алкогольных и безалкогольных напитков, разработка новых методов анализа формальдегида, метанола, а также смеси различных аналитов с использованием АО H. polymorpha.

1.1. Анализ этанола в плодово-ягодных винах, напитках и соках. Использован АОПметод на основе аналитического набора «Алкотест» и его модификация в виде метода стандартных добавок для количественного определения этанола в ряде плодово-ягодных вин, безалкогольных напитков и соков. В опытах использовали АО, полученную из мутанта H. polymorpha C-105 (gcr1 catX). Набор «Алкотест» был ранее применен для анализа содержания этанола в пиве, вине, крепких напитках. Анализ содержания этанола проведенный тремя методами: газо-жидкостной хроматографией, методом с выявлено существенного отрицательного влияния химического состава вина на расчитанное Stezenie / Concentration (g/l) Концентрация, г/л хроматографией (ГХ), которая показала незначительные различия данных о концентрации этанола по сравнению с результатами, полученными ферментативным методом. Содержание приведены все использованные методы определения концентрации этанола в красных и белых плодово-ягодных винах.

Таблица 1. Определение этанола в плодово-ягодных винах различными методами „Canelli” „Specjal” Для определения содержания этанола в соках и безалкогольных напитках с целью увеличения чувствительности метода проводили анализ с применением 5-кратно увеличенного содержания ферментов. При использовании классического варианта метода АОП, линейность калибровочной кривой сохранялась до концентрации аналита 0,9 г/л. При 5-кратном увеличении содержания ферментов (АО и ПО) в реакционной смеси отмечалось также 5-кратное увеличение наклона калибровочной кривой (8,02 по сравнению с 1,61), что можно было ожидать на основании прекращения ферментной реакции на этапе 5 - 10% аналита. При использовании такого варианта метода обнаруживались следовые количества алкоголя, что не представляется возможным при использовании стандартной методики.

Следовательно, этот вариант метода, несмотря на использование большего количества ферментов, в 5 раз более чувствителен (таблица 2).

Таблица 2. Содержание этанола в соках и безалкогольных напитках, определенное стандартным методом АОП и с использованием 5-кратной концентрации ферментов Содержание этанола – стандартный метод 0,035+0,003 0,024+0,002 0,009+0,001 0,005+0, Содержание этанола с концентрацией ферментов (%) Представленные результаты свидетельствуют о возможности использования метода АОП для анализа этанола в алкогольных и безалкогольных напитках, соках и вине. Использование этого метода облегчает анализ этанола по сравнению с традиционными методами рефрактометрическим и ареометрическим.

2. Энзиматическое определение формальдегида (ФА) в рыбных продуктах с использованием АО и ФАДГ.

Высокая токсичность ФА вызывает необходимость его контроля в окружающей среде, промышленных продуктах, медицинских препаратах, а также в некоторых продуктах питания. Особенно высок уровень ФА в некоторых рыбных продуктах. В тканях мороженной морской рыбы определенных видов при неглубокой заморозке (tо < -30 оС) в результате эндогенных метаболических реакций образуются высокие концентрации формальдегида, что приводит к ухудшению вкусовых качеств пищевых продуктов и даже к отравлению. Мясо рыбы становится сухим, жестким, что объясняется денатурацией белков мышц. Такие процессы наиболеее характерны для рыб семейства тресковых (Gadidae) – трески (Gadus morhua), сайды (G. virens), пикши (G. aeglefinus), мерлана (G. merlangus), хека (Merluccius sp.) или мерлузы (Merluccius sp.). Содержание ФА в такой рыбе может достигать 210 и даже 780 мг на 1 кг массы. ФА наряду с диметиламином (ДМА) являются продуктами одной и той же реакции энзиматического разложения природного компонента многих видов рыбы – N-окись триметиламина (ТМАО):

ТМАО ДМА ФА

ТМАО вместе с бетаином (СН3)3N+-CH2-COO- играют важную роль в регуляции осмотического давления в клетках морских рыб. Следует отметить, что потребление замороженных рыбных продуктов, в частности, рыбы семейства тресковых (Gadidae) с высоким уровнем ФА приводит не только к быстрому снижению пищевых и органолептических качеств рыбной продукции, но и к токсическому влиянию ФА на организм человека.

Ниже представлены результаты применения двух разработанных ферментных методов для анализа ФА в рыбных пищевых продуктах. В обоих методах использованы сконструированные продуценты ферментов. Один из методов основан на использовании АО и пероксидазы (метод АОП) тогда как во втором методе используется рекомбинантная дрожжевая NAD+ - и глутатион-зависимая формальдегиддегидрогеназа (ФАДГ). Оба фермента выделены из клеток H. polymorpa: мутанта С-105 (gcr1 catX) со сверхпродукций АО и рекомбинантного штамма Т-11-6 гиперэкспрессией гена FLD1, кодирующего ФАДГ.

Также была показана возможность использования АО для ферментативного анализа ФА в сточных водах даже в присутствии природного субстрата АО – метанола. Изучали возможность использования обоих ферментов, АО (с пероксидазой) и ФдДГ для анализа ФА в рыбных продуктах. В опытах использовали образцы мороженной рыбы семейства тресковых (Gadidae) (хек, треска), которые чаще всего продаются на европейском рынке, а также свежего (немороженного) карпа. Полученные результаты сравнивали с данными четырех химических методов: Нэша и методов с использованием хромотроповой кислоты, 4амино-3-гидразино-5-меркапто-1,2,4-триазола (Purpald) и MБТГ.

На рис. 3 представлены калибровочные кривые для двух энзиматических методов по сравнению с лучшими химическими методами. Из данных следует, что АОП-метод имеет максимальную чувствительность: наклон соответствующей калибровочной кривой равен 59,3, что соответствует милимолярной экстинкции образованного окрашенного продукта (в мМ-1. см-1). Действительно, наблюдаемое значение наклона – это милимолярная экстинкция исчезновения (мM), умноженная на коэффициент преобразования для ферментативной реакции (к): наклон = мM к. Величина мM для окисленного ТМБ равна 81,7 мМ-1 см-1.

Таким образом, коэффициент преобразования аналита для АОП-метода при использованных экспериментальных условиях составляет 72,6%. Для ФАДГ- метода, коэффициент преобразования аналита составляет 32,9%, предполагаемая милимолярная экстинкция для НБТ-формазана равна 10,2 мМ-1 см-1 при 570 нм в кислой среде (собственные данные).

Оптическая плотность Optic density Линейность калибровочной кривой для АОП-метода сохранялась даже при высокой оптической плотности - до 0,9 что соответствует 15 мкМ ФА в реакционной смеси (15 нмоль на 1 мл), и порог чувствительности метода составлял около 0,8 нмоль/мл. Эти аналитические параметры наилучшие по сравнению с четырьмя химическими методами, даже с использованием MБTГ или Пурпальдa.

Метод на основе ФАДГ показывает линейность (при ферментативной конверсии более 33%), по крайней мере до 100 мкМ ФА, и его чувствительность, близкую к методу Нэша (наклоны 3,36 и 4,46, соответственно). Метод на основе использования ФдДГ почти в 18 раз менее чувствителен по сравнению с АОП-методом. Аналитические параметры предлагаемых ферментативных методов и известнымх химических методов представлены в таблице 3.

На основании анализа данных можно сделать вывод о том, что АОП-метод и метод с использованием MБТГ имеют наилучшие характеристики. АО может катализировать окисление только ФА, хотя распознает первичные спирты, в первую очередь, метанол и этанол. Принимая во внимание отсутствие спиртов в тканях рыб, можно заключить, что лучше всего для определения ФА в рыбных продуктах подходит АОП-метод по сравнению с анализом этого альдегида методом с использованием MБТГ. Чтобы проверить обоснованность предлагаемых энзиматических методов для анализа ФА в рыбных продуктах, была проанализирована мышечная ткань образцов, взятых из замороженного Полученные результаты представлены в таблицах 4 и 5. Было выявлено, что проанализированные образцы хека и трески, содержат высокие концентрации токсичного ФА, до 100 мг/кг влажной массы ткани. Как можно было предвидеть, содержание ФА в мышцах карпа ничтожно мало. Данные, представленные в таблице 4, показывают существенное различие между содержанием ФА при его определении различными методами. Для сравнения надежности действия обоих ферментных методов и оценки возможного интерферирующего влияния химического фона реальных образцов на результаты анализов, было проанализировано содержание ФА в ТХУ-экстрактах с помощью традиционной методики (с внешней калибровкой), а также с использованием метода стандартных добавок (МСД). Одновременно, содержание ФА было проанализировано двумя химическими методами (с использованием хромотроповой кислоты и MБТГ).

Таблица 3. Биоаналитические характеристики различных методов анализа формальдегида Химический Ферментативный Как видно из таблицы 4, существует хорошая корреляция между всеми аналитическими данными, полученными в МСД-варианте методики, в отличие от результатов, полученных в традиционном варианте с внешней калибровкой. Это явление можно объяснить интерферирующим влиянием некоторых компонентов, которые совместно экстрагировались ТХУ из тканей рыб. Данное предположение подтверждается данными, полученными методом на основе ФАДГ (рис. 4).

Таблица 4. Результаты определения ФА (в мг на 1 кг влажной массы мышечной ткани) в безбелковых экстрактах рыбы с использованием трех различных методов: на основе АО, метода Нэша и реактива «Пурпальд»

-0,01 0,00 0,01 0,02 0,03 0,04 0,05 0,06 0,07 0, экзогенного ФА, и В – значение наклона); R – коэффициент линейной регрессии.

Наклон калибровочных кривых, выполненных при анализе экстрактов ткани рыбы, зависит от фактора разведения: чем больше разведение, тем сильнее наклон (меньше интерферирующее влияние). Для внешней калибровки (без наличия фона реального образца, что соответствует бесконечному разбавлению), наклон был наибольшим: 2,95 по сравнению с 1,94 (60-кратное разведение образца) и 1,82 (20-кратное разведение). Для АОП-метода, подобно как и для химических вариантов, не выявлена существенная разница между традиционным и MСД-вариантом анализа.

Рыбные продукты являются важным источником пищевого белка. Рыба семейства тресковых (Gadidae) занимает в рейтинге второе место по размеру промышленного улова после семейства сельдевых рыб (Clupeidae), занимающих первое место, но последние чаще используются в сельском хозяйстве и промышленности, тогда как тресковые более предпочтительны в качестве продуктов питания.

Таблица 5. Результаты определения ФА (в мг на 1 кг влажной массы мышечной ткани) в безбелковых экстрактах рыбы хек при использовании четырех различных методов:

на основе ФдДГ, АО, МБТГ и хромотроповой кислоты *Разница между стандартной методикой и МСД статистически достоверна;

**Разница между стандартной методикой и МСД статистически недостоверна.

Итак, показана возможность успешного применения ферментных методов анализа ФА (с использованием АО и ФАДГ) в пищевых рыбных продуктах. Были разработаны оптимальные методики для проведения определений, а аналитические параметры ферментных методов сравнивали с соответствующими параметрами нескольких химических методов. Показана корреляция результатов анализа для обоих ферментных методов по сравнению с химическими методиками, хотя анализ на основе АО более предпочтителен благодаря его высокой чувствительности, хорошей линейности, устойчивости к интерферирующему влиянию компонентов анализируемых проб и возможности использования без предварительной обработки образцов, а также отсутствию агрессивных реагентов.

АОП метод может быть использован для определения формальдегида в замороженной рыбе семейства тресковых - треска, хек, и другие. Полученные результаты свидетельствуют о высоком содержании данного токсиканта в исследованных образцах рыбы, что указывает на необходимость постоянного мониторинга этого параметра при оценке качества пищевых продуктов.

3. Использование энзимо-химического метода для определения содержания формальдегида и метанола в промышленных сточных водах.

В данном разделе описан новый ферментно-химический метод для одновременного определения метанола и формальдегида в смеси обоих соединений, основанный на окислении метанола в формальдегид, опосредованного алкогольоксидазой (АО), с последующим определением образованного формальдегида при помощи 3-метил-2бензотиазолидингидразона (MБТГ). Содержание ранее присутствовавшего в пробе ФА определяется без воздействия АО на исследуемые образцы.

В аэробных условиях при 20 оС для разложения формальдегида требуется около 30 часов, в анаэробных - 48 часов. ФА конденсируется с аминами в воде, образуя уротропин. ФА классифицирован в качестве токсичного, едкого и канцерогенного вещества (категория 3).

Среди новых аналитических подходов предложены ферментативные и биосенсорные методы, которые могут получить широкое распространение при наличии доступных, стабильных и дешевых ферментов с требуемой селективностью.

Использование АО для ферментного определения метанола и формальдегида (в пробах, содержащих оба вещества) не создает проблем для образцов, которые не содержат других субстратов АО, например, таких как этанол. Однако, стандартное использование такого метода для проб, содержащих как метанол, так и формальдегид, невозможно, так как АО окисляет оба субстрата. Для предотвращения спонтанной полимеризации ФА, в промышленности применяется метанол, содержание которого в техническом формалине составляет 4–8%. Мы показали возможность использования АО для ферментативного анализа ФА в сточных водах и даже в присутствии природного субстрата АО – метанола.

Для одновременного анализа метанола и формальдегида разработан оксидазнохимический метод с использованием АО и селективного реагента для альдегида - MБТГ.

Метод основан на окислении метанола в ФА, катализируемого АО и на последующей колориметрической реакции полученного продукта - ФА с использованием селективного реагента для альдегида (MБТГ). Формальдегид, присутствующий в образце, определяется посредством колориметрической реакции с MБТГ, без воздействия АО на исследуемые пробы (CD0) в реакции:

[CH2O]0 + MБТГ [MБТГ-CH2O]0 цианиновый краситель, (CD0), а содержание метанола определяется по образованию окрашенного продукта (CD) после предшествующей реакции окисления метанола с участием АО:

Метанол в присутствии АО окисляется до формальдегида:

CH3OH + O2 H2C=O + H2O2.

В присутствии MБТГ и АО, формальдегид вступает в реакцию с MБТГ образуя азиновый аддукт, что предотвращает окисление формальдегида АО. Таким образом, MБТГ в предложенном методе играет двойную роль: действуя как химическая ловушка - агент, маскирующий наличие формальдегида, а также в качестве субстрата для следующей реакции формальдегида с Fe (III), в которой образовавшийся азиновый аддукт преобразуется в цианиновый краситель тетраазопентаметиновой природы.

С целью доказательства надежности предлагаемого ферментно-химического метода одновременного определения метанола и формальдегида в смеси, были подготовлены образцовые растворы, содержащие анализируемые соединения отдельно и в смеси.

Проверена способность образования цветных продуктов с MБТГ в присутствии ионов Fe3+ без добавления АО, а также в присутствии этого фермента на первом этапе реакции. На рис.

5 показана связь между оптической плотностью реакционной смеси и концентрацией аналитов без добавления АО.

На основании этих данных можно сделать вывод, что только формальдегид (кривая А) образует окрашенный продукт с МБТГ в отсутствие АО, но ни метанол, ни муравьиная кислота не образуют (кривые B и C, соответственно). Добавление этого фермента в первой стадии реакции, в присутствии MБТГ, приводит к окислению метанола в формальдегид, который образует окрашенный продукт (рис. 6). Очень схожие результаты этих значений указывают на практически полное окисление метанола до формальдегида в реакции, катализируемой АО. Как видно, АО может окислять, кроме метанола, также формальдегид с образованием муравьиной кислоты, которая не образует окрашенного продукта в реакции с ионами железа (III) (см. рис. 4.14, кривая C).

A ферментной реакции формальдегида, который затем не окисляется АО до муравьиной кислоты. Этот факт может быть объяснен образованием на первом этапе реакции азинового аддукта формальдегида с MБТГ который, в отличие от свободного формальдегида, не может быть окислен АО, но принимает участие в последующей колориметрической реакции с ионами железа в кислой среде.

"формальдегид + АО +МБТГ Fe ” (рис. 7, кривая А); 2 - инкубация формальдегида с АО в буферным растворе, а затем добавление смеси МБТГ с ионами железа, вариант "формальдегид + АО МБТГ + Fe3+ (рис. 7, кривая B). Как показано на рис. 7, реакция положительная (формирование цветного продукта) для варианта № 1 и отрицательная для варианта № 2. Такие же реакции наблюдали для метанола: для варианта "метанол + АО +МБТГ Fe3+” (рис. 7, кривая С), реакция образования цветного соединения положительная, тогда как при втором варианте -"метанол + АО МБТГ + Fe3+” (рис. 7, A связывающее формальдегид и тем самым предотвращающее окисление формальдегида с участием АО. МБТГ также используется в качестве субстрата для этого аналита в последующей колориметрической реакции с ионами железа. Это означает, что добавление АО к смеси MБТГ не влияет на результаты определения формальдегида, уже присутствующего в тестируемых пробах. Эти выводы подтверждает анализ содержания метанола и формальдегида в модельных растворах (общая концентрация обоих аналитов - мкМ) без добавления АО и в присутствии этого фермента (рис. 8, кривые А и B, соответственно).

Из полученных результатов следует: во-первых, в отсутствие АО, увеличение концентрации метанола не влияет на результаты определения формальдегида, во-вторых, в присутствии АО наблюдали практически те же значения оптической плотности смеси этих двух аналитов в различных молярных соотношениях, но в той же суммарной концентрации.

Об этом свидетельствует увеличение оптической плотности, возникающее при анализе формальдегида уже присутствующего в пробе и формальдегида, вновь образованного из метанола в реакции, катализируемой АО.

A Относительное содержание аналитов, молярные % был использован для определения этих соединений в образцах различного происхождения промышленных сточных водах (после кислотной дистилляции) и коммерческом продукте формалине, который содержит формальдегид и метанол (как стабилизатор для предотвращения полимеризации формальдегида). Результаты определений в сточных водах показаны в таблице 6. На основании этих данных можно утверждать, что результаты, полученные ферментативно-химическим методом аналогичны результатам, полученным с помощью химических методов и ГХ.

Таблица 6. Определение метанола и формальдегида в разбавленных промышленных стоках после кислотной дистилляции, а также в техническом формалине (37,2% ФA; 4- 5,59±0,64% 38,72±2,74% 5,0±0,5% 5,25±0,46% 36,3±3,7% 8% МеОН) Новый метод дает возможность реализации отдельных определений метанола и формальдегида в смеси и может быть использован для определения как в модельных растворах, так и в промышленных стоках и в коммерческих препаратах формалина. Порог чувствительность этого метода для обоих аналитов составляет 1 мкМ, что соответствует 30нг аналита в 1 мл реакционной смеси, что в 3,2 раза выше по сравнению с химическим методом с использованием перманганата калия и хромотроповой кислоты (рис. 9). Следует подчеркнуть, что чувствительность предлагаемого ферментно-химического метода анализа значительно выше (1000х) по сравнению с рН-SFET биосенсорами. Линейность